Los propietarios pueden utilizar recintos de plástico bien ventilados con papel de cocina humedecido para el transporte de la mayoría de las especies de anfibios a las clínicas veterinarias. Los propietarios deben prestar especial atención a las temperaturas ambientales durante el transporte para evitar el estrés por calor o frío. Los veterinarios deben tener en cuenta que la exposición a temperaturas exteriores durante el transporte puede afectar en gran medida a la actividad mental de un anfibio. A su llegada a la clínica, los anfibios deben mantenerse dentro de su zona de temperatura óptima preferida (ZTOP) porque las habitaciones que se suelen usar para alojar a los reptiles son inadecuadamente cálidas para la mayoría de las especies de anfibios.
Cortesía del Dr. Taylor Yaw.
Un veterinario debe iniciar un examen con una anamnesis completa, que incluya una descripción de la dieta y del apetito del paciente, las condiciones ambientales (humedad, gradiente de temperatura, ciclo de luz, tipo de luz y posición), el estado reproductivo, la introducción o pérdida reciente del animal, el protocolo de medicación y desinfección y las mediciones de la calidad del agua. Para identificar variaciones importantes es útil realizar controles de la calidad del alimento y del agua. Se debe prestar especial atención al tipo y aplicación de suplementos vitamínicos y minerales. Las fotografías del recinto pueden ser valiosas para evaluar la configuración y las prácticas de cría. Se debe analizar una muestra de agua del alojamiento del animal para determinar el amoníaco, el nitrato, el nitrito, el pH, la dureza, la alcalinidad, el cloro y los metales potencialmente pesados, utilizando un sencillo kit de prueba disponible en la mayoría de las tiendas de mascotas. Los veterinarios deben considerar la posibilidad de confirmar los resultados de las pruebas fuera de los parámetros normales utilizando pruebas comerciales de análisis de agua para instalaciones. Los propietarios deben tomar y anotar la temperatura del aire y del agua en el momento de la recogida de esta.
Antes de manipularlo, se debe examinar su condición corporal, su agilidad, postura y comportamiento. Se debe observar el esfuerzo respiratorio, incluyendo el movimiento gular y la respiración pulmonar. Se debe sospechar un deterioro neurológico si el anfibio es incapaz de mantener el equilibrio o exhibe un comportamiento natatorio anormal. La producción de heces o huevos debe evaluarse visualmente antes de su manipulación.
Antes de manipular al paciente, se han de bloquear todas las posibles vías de escape de la sala de exploración, como los conductos de ventilación y los desagües del lavabo. La temperatura de la sala de exploración debe mantenerse a 21-24 °C o dentro de la ZTOP del animal, cuando se conozca. La sujeción se ha de hacer usando guantes de vinilo humedecidos y sin polvo (no de látex). Los guantes deben cambiarse entre pacientes para evitar la transmisión de enfermedades infecciosas y la manipulación ha de limitarse al mínimo para evitar el estrés por calor y la muerte debido a la transferencia de calor desde la palma de la mano. Se pueden utilizar redes de inmersión atraumáticas, bolsas de plástico con agua o toallas húmedas para sujetar a los pacientes resbaladizos. Los anfibios pueden colocarse en una bolsa humedecida con cierre hermético durante periodos cortos para obtener radiografías o realizar una ecografía. Se debe tener cuidado para asegurar que todo el equipo usado en contacto directo con anfibios esté libre de residuos tóxicos de desinfectantes.
Cortesía del Dr. Taylor Yaw.
Cuando se manipulan, la mayoría de los anfibios sanos intentan escapar, tratando de liberar las extremidades que están atrapadas. Muchos anfibios pican.
Para realizar una exploración física se necesita una luz fría y brillante y una lente de aumento. Se deben usar fuentes de luz para transiluminar la cavidad celómica y otras áreas corporales para una evaluación adicional. Las lámparas de hendidura no solo ayudan en la evaluación de las estructuras oculares, sino que también se pueden utilizar para visualizar lesiones externas.
La boca del paciente se puede abrir usando el borde de una ficha, una tarjeta de plástico, una púa fina de guitarra o una espátula de goma. Se debe evaluar el color de las membranas mucosas y registrar cualquier lesión. Deben recogerse preparaciones de contacto o raspados cutáneos de las lesiones epidérmicas para la evaluación citológica. La frecuencia cardiaca a menudo se puede determinar observando la piel que recubre el xifoides o usando una sonda Doppler de ecografía. Dado que la respiración pulmonar (si está presente) depende de la ventilación de presión positiva a partir de la entrada de aire por la boca, la frecuencia respiratoria debe valorarse mediante la observación de los rápidos movimientos del espacio intermandibular (es decir, respiración gular). Los orificios nasales deben estar libres de cualquier obstrucción de moco y burbujas, que pueden indicar enfermedad respiratoria. A veces pueden detectarse huevos o larvas de muchos parásitos respiratorios (p. ej., Rhabdias spp) en el moco orofaríngeo.
Las lesiones oculares pueden incluir cambios conjuntivales, corneales, iridales y lenticulares. Las enfermedades de la córnea, incluyendo queratitis inespecíficas y queratosis lipídicas, son frecuentes. La palpación del celoma puede detectar retención de masas de huevos, cálculos vesicales, cuerpos extraños o neoplasias. Son frecuentes el hidrocele y el edema subcutáneo (anasarca y ascitis). El líquido recogido por aspiración guiada por ecografía debe evaluarse mediante análisis bioquímico y citológico. Se recomienda el cultivo de bacterias y hongos. La iluminación transcelómica con una fuente de luz brillante puede ayudar mucho en la valoración de la distensión celómica.
Cortesía del Dr. Taylor Yaw.
Para el análisis hematológico, la muestra, que se mantendrá en un tubo de recolección de sangre con heparina de litio, puede recogerse de la vena abdominal ventral, la vena lingual, la vena femoral, la vena coccígea o por punción cardiaca. Se puede utilizar una fuente de luz brillante para transiluminar las venas diana. Debe evitarse el tratamiento previo de la jeringa con heparina de litio debido a los posibles efectos de dilución. El volumen que debe recogerse es igual al 1 % del peso corporal de un anfibio sano y al 0,5 % del peso corporal de un anfibio enfermo. Para la mayoría de las especies de anfibios no se han establecido los valores normales. Sin embargo, la morfología celular y los cambios reactivos pueden ayudar en el diagnóstico clínico. La orina puede recogerse para el análisis de aquellos anuros que orinan cuando se cogen por primera vez. Las muestras fecales que aún no se han contaminado por organismos ambientales pueden recogerse en especies como las ranas alimentando al animal justo antes de colocarlo sobre una toalla de papel limpia y húmeda. El examen directo y por flotación es útil para identificar de protozoos y metazoos.
Cortesía del Dr. Taylor Yaw.
Los tratamientos pueden administrarse oralmente, tópicamente, por inmersión o por inyección. La administración oral de medicamentos requiere una sujeción firme y abrir la boca del paciente. Deben usarse jeringas de microlitros y pipetas para una medicación precisa. Muchos fármacos pueden administrarse tópicamente debido a la naturaleza permeable de la piel de los anfibios. Algunos fármacos, como el enrofloxacino, pueden ser irritantes, por lo que puede ser preferible utilizar vías de administración alternativas. Los tratamientos también pueden administrarse tópicamente colocando al anfibio en un baño medicado. Puede ser necesario colocar plástico de burbujas u otro material no abrasivo estratégicamente sobre el anfibio para mantenerlo en contacto con la solución.
Al elegir las vías de tratamiento, los veterinarios deben considerar qué opción de tratamiento daría lugar a la menor cantidad de estrés con la máxima absorción del fármaco. Los anfibios con tegumento primario o enfermedad gastrointestinal pueden no absorber fácilmente los medicamentos por vía tópica u oral, respectivamente. Las inyecciones se suelen administrar por vía IM, intracelómica, en los sacos linfáticos o IV.
Cortesía del National Aquarium.
Cortesía del Dr. Brent Whitaker, National Aquarium.
Anestesia de anfibios
Debido al pequeño tamaño de los anfibios y al delicado tegumento, la sedación o la anestesia ligera pueden mejorar la calidad y seguridad de la exploración física y ayudar a una adecuada recogida de muestras diagnósticas. Se ha descrito el uso de varios agentes anestésicos, principalmente administrados por inmersión, en especies de anfibios. Las respuestas a estos agentes sedantes varían de una especie a otra y se ven afectadas por los parámetros ambientales y la salud del paciente. Pueden utilizarse mesilato de tricaína (MS-222), clorhidrato de ketamina, propofol, alfaxalona, halotano, isoflurano y sevoflurano. Los anestésicos de inmersión deben prepararse en agua de pH neutro y libre de otros contaminantes. Los anfibios más grandes pueden intubarse y mantenerse con gas anestésico después de la inducción. Las inyecciones en las extremidades posteriores se evitan debido a la presencia de un sistema porta renal.
El mesilato de tricaína es un fino cristal blanco altamente soluble en agua. Puede prepararse y conservarse a una concentración de 10 g/L, y diluirla justo antes de su uso. El metanosulfonato de tricaína produce una solución ácida que debe amortiguarse (p. ej., con bicarbonato de sodio, hidróxido de sodio o fosfato de hidrógeno). La administración es por baño, porque la mayoría de los anfibios absorben el metanosulfonato de tricaína a través de la piel. Para la inducción se pueden utilizar pequeñas bolsas de plástico o recipientes de plástico con tapa. La dosis utilizada para muchos anfibios grandes es de 1-3 g/L para la inducción anestésica, mientras que en los renacuajos debe usarse una dosis de inducción anestésica mucho menor, de 0,5 g/L. Para procedimientos breves, el anfibio debe sacarse inmediatamente de esa solución y lavado con agua fresca. Para procedimientos más largos, los anfibios deben colocarse en una solución de mantenimiento de 0,1-0,4 g/L porque la profundidad de la anestesia depende del tiempo y de la concentración con el tratamiento de inmersión. Se debe proporcionar aireación en la solución anestésica para evitar la hipoxia, y la saturación de oxígeno en el agua puede mantenerse cerca del 100 % (determinada por la sonda de oxígeno disuelto).
El gas isoflurano también puede burbujearse en un baño anestésico, colocarse en un recipiente sellado o introducirse en lubricante estéril para su aplicación tópica. Sin embargo, esto puede dar lugar a planos anestésicos peligrosamente profundos y a la exposición del personal al gas anestésico. Además, el tiempo de inducción de la anestesia puede prolongarse notablemente con anestésicos inhalatorios, especialmente en especies que pueden convertirse en metabolismo anaeróbico.
Puede utilizarse clorhidrato de ketamina inyectado por vía percutánea o en el saco linfático dorsal a una dosis de 75-125 mg/kg. No obstante, puede ser difícil de mantener un estado anestésico adecuado para la cirugía y la recuperación puede ser larga, con contracción muscular que causa una postura de caballete. El propofol se ha descrito como un anestésico administrado por vía tópica o intracelómica o inyecciones IV (9-30 mg/kg); sin embargo, da lugar a tiempos de inducción anestésica, profundidad de la anestesia y tiempos de recuperación irregulares.
La alfaxalona, un esteroide sintético neuroactivo, se ha utilizado como agente sedante en una amplia gama de especies. Los rangos de dosis parecen depender de la especie y la temperatura. En general, se necesitan dosis mucho más altas de alfaxalona (20-30 mg/kg) para las especies de anuros, mientras que las especies de caudados necesitan mucho menos (<10 mg/kg) para niveles similares de sedación. La alfaxalona parece tener una modulación del dolor insignificante, por lo que se sugiere la administración adicional de analgésicos.
Los anfibios muestran una respuesta analgésica dependiente de la dosis a los opioides y agonistas alfa2 de los receptores (p. ej., dexmedetomidina). Las dosis analgésicas descritas varían ampliamente (de 0,15-0,60 mg/kg,SC1 o IM, a 40–120 mg/kg, SC2). Sin embargo, las dosis de 10 mg/kg no produjeron sedación en las ranas, y los animales mantuvieron los reflejos corneales, de enderezamiento y de retirada de las extremidades posteriores.3
Se debería establecer una frecuencia cardiaca basal antes de iniciar la anestesia. Puede obtenerse de algunas especies de anfibios antes de la inmovilización mediante la colocación de gel ecográfico en el fondo de un recipiente de plástico fino y utilizando una sonda ecográfica Doppler. Para obtener ECG en anfibios se pueden utilizar agujas de electroencefalograma. Dado que los anfibios pueden respirar a través de la piel, la observación del movimiento gular es un indicador inexacto de la perfusión y la oxigenación.
Referencias
Whiteside DP. Don't Let it Croak: Clinical Approach to Amphibian Emergencies. 67th Convention of the Canadian Veterinary Medical Association, 2015.
Wright KM. Chapter 90: Amphibian formulary. In: Divers S, Stahl S, eds. Mader's Reptile and Amphibian Medicine and Surgery. 3rd ed. Elsevier, 2017;1140-1146.
Brenner G, Klopp A, Deason L, et al. Analgesic potency of alpha adrenergic agents after systemic administration in amphibians. J Pharmacol Exp Ther 1994; 270:540–545.
Eutanasia de anfibios
La verificación de la muerte puede ser difícil porque el corazón de los anfibios continúa latiendo después de morir. Se puede utilizar un ECG, una sonda ecográfica Doppler o una ecografía convencional para determinar la muerte; sin embargo, se debe considerar la intervención física (descamación, congelación rápida si es <4 g, o decapitación) bajo anestesia general. Las sobredosis de agentes anestésicos inyectables (ketamina, tiletamina-zolazepam, propofol o alfaxalona) pueden usarse para inducir la anestesia antes de una intervención física.
Si está disponible, puede usarse la inmersión en metanosulfonato de tricaína tamponado (5-10 g/L) o clorhidrato de benzocaína (≥250 mg/L) para inducir la anestesia.
Aunque se pueden utilizar anestésicos inhalatorios para inducir la anestesia, muchos anfibios son capaces de contener la respiración y realizar una derivación sanguínea, lo que prolonga la inducción de la anestesia.
La hipotermia es un método inaceptable de eutanasia a menos que el animal sea lo suficientemente pequeño (<4 g) para permitir la muerte inmediata e irreversible en nitrógeno líquido. La administración intracardiaca de agentes eutanásicos no debe realizarse en anfibios a menos que no respondan a los estímulos. La congelación o maceración de los huevos probablemente sea adecuada, lo que provocaría la muerte instantánea. Los estadios larvarios deben ser sacrificados como en los adultos.
Para más información
Divers S, Stahl S, eds. Mader's Reptile and Amphibian Medicine and Surgery. 3rd ed. Elsevier, 2017.
AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition.
Consulte también la información para propietarios sobre los anfibios.
