Manejo de los animales de laboratorio

Las jaulas, los corrales o los corredores deben proporcionar un espacio adecuado para cubrir las necesidades fisiológicas, permitir cambios de postura y satisfacer las necesidades de comportamiento específicas de cada especie. Cuando sea posible, los grupos compatibles de animales sociables se deben albergar juntos. Los recintos principales se deben construir con materiales duraderos, de fácil limpieza y desinfección y su diseño debe ofrecer comodidad y seguridad. Las jaulas de microaislamiento estático (tapa filtrante) y los sistemas de jaulas ventiladas individualmente (IVC) impiden la transmisión de los agentes infecciosos de una jaula a otra. Sin embargo, la infección puede transmitirse horizontal o verticalmente de los padres a la progenie en las colonias reproductoras; los ratones no expuestos introducidos para cruces y retrocruces pueden perpetuar la infección; y los ratones experimentales pueden estar potencialmente expuestos a agentes patógenos a través de un ambiente contaminado, válvulas compartidas de agua, dispositivos de investigación o cuando se llevan a laboratorios. La ventilación individual de las jaulas sirve para retrasar el deterioro del ambiente dentro de la jaula y mantener un microambiente más uniforme y saludable; también ahorra espacio en la instalación y puede diseñarse para minimizar los olores, los alérgenos, el polvo y el calor expulsado al macroambiente.

La ley federal en EE. UU. exige que los perros de laboratorio tengan la oportunidad de practicar ejercicio regularmente y tener un contacto sensitivo con otros perros, a menos que estén restringidos por consideraciones experimentales o comportamentales. El alojamiento de los primates no humanos debe proporcionar un enriquecimiento social y ambiental que promueva su bienestar psicológico compatible con los encierros experimentales y prácticos de la situación de alojamiento. Las estrategias de enriquecimiento exitosas para primates no humanos han incluido el alojamiento en pareja o en grupo; variaciones en el contenido dietético y el método de presentación; diversificación del entorno interno de la jaula con instrumentos complementarios (p. ej., perchas, columpios o escaleras); suministro de dispositivos para mejorar la estimulación visual, auditiva o táctil; y participación en estudios laboratoriales de comportamiento desafiantes y no aversivos. Los esfuerzos para extender y adaptar las prácticas de enriquecimiento ambiental a otras especies de animales de laboratorio merecen considerarse.

La temperatura, la humedad relativa, las tasas de ventilación, las condiciones de iluminación (espectro, intensidad y fotoperiodo), los contaminantes gaseosos (p. ej., amoníaco) y el ruido se deben controlar cuidadosamente en todo momento. Unas condiciones ambientales inadecuadas pueden tener un efecto importante en el confort, el bienestar y el metabolismo de los animales y, por lo tanto, en la calidad de los datos experimentales obtenidos.

En general, la temperatura del aire debe tener en cuenta los rangos de confort en los que los trabajadores humanos rinden mejor, de 18-22 °C, y debe ajustarse a 16-24 °C del punto de ajuste. Los rangos que se han de tener en cuenta para el bienestar óptimo de los animales adaptados se indican en la tabla adjunta. La evidencia emergente sugiere que los ratones, ya sean adultos, neonatos, hirsutos o no, en particular, se han mantenido tradicionalmente bajo condiciones de estrés por frío, especialmente en IVC, con el posible detrimento de la producción de colonias y muchos tipos de experimentos, sobre todo aquellos que dependen del sistema inmunitario o asociados al metabolismo o la fisiología. La experiencia sugiere, sin embargo, que los ratones a los que se proporciona una dieta energética adecuada y que se alojan socialmente pueden compensarlo mediante la construcción de nidos y acurrucándose. La humedad relativa debe mantenerse entre el 30-70 % para la mayoría de las especies y preferiblemente dentro del 10 % del punto de ajuste.

Las tasas de ventilación deben ser de 10-15 cambios de aire fresco/hora, pero pueden reducirse en algunas situaciones para ahorrar energía (p. ej., la IVC de roedores con el efluente de la rejilla conectado directamente a la salida de ventilación de la habitación). Se desaconseja la recirculación de aire a menos que se trate para eliminar partículas y contaminantes gaseosos.

Una iluminación uniformemente distribuida y suficientemente intensa favorece el bienestar animal y el ritmo circadiano, y permite al personal observar a los animales y realizar todas las tareas de mantenimiento y sanidad de forma segura y eficaz. Los ciclos diurnos o de día y noche, determinados por las necesidades de las especies, se deben controlar mediante relojes automáticos para mantener la regulación circadiana y neuroendocrina. La introducción de la luz LED para la iluminación, aunque ofrece muchas ventajas conocidas por los consumidores, influye en los ritmos circadianos de manera diferente a la iluminación fluorescente blanca fría que se usa tradicionalmente y representa posiblemente el cambio ambiental más trascendental que influye en los experimentos desde la eliminación de las ventanas y la exposición de los animales a la luz natural estacional en las instalaciones de investigación hace décadas.

El microambiente dentro de ciertos tipos de jaulas puede ser muy diferente al macroambiente de la habitación. Es necesario realizar una investigación adicional dirigida cuidadosamente para definir con mayor precisión las condiciones ambientales y sociales óptimas para cada especie o grupo de especies en el ámbito de las jaulas. La descripción incompleta del entorno en asociación con los experimentos con animales publicados ha sido durante mucho tiempo un defecto que ha contribuido a la actual crisis de falta de fiabilidad en la reproducción de algunos resultados de experimentos con animales a lo largo del tiempo y en todos los laboratorios.

La cama de los animales es un factor ambiental controlable que puede influir en los datos experimentales y el bienestar animal. Los materiales de las camas deben ser no irritantes, absorbentes, deben estar libres de contaminación química y de patógenos y no tener buen sabor, para desalentar la ingestión. Las cantidades adecuadas son vitales para mantener a los animales secos y limpios entre cambios de cama o jaulas.

Los roedores son el orden de los mamíferos que se mantienen con mayor frecuencia en contacto con las camas, de las cuales las mazorcas de maíz molidas, las virutas duras de madera, el papel reciclado, las virutas de madera blanda tratadas térmicamente o la celulosa virgen son las más utilizadas. Las maderas blandas no tratadas no se recomiendan porque contienen aceites volátiles que pueden alterar los sistemas enzimáticos hepáticos y afectar a ciertos tipos de investigación. Esta variación en el tipo de producto tiene el potencial de introducir una variabilidad sutil en la reproducción, el comportamiento, la fisiología, la inmunidad de la mucosa, los estudios dietéticos, la percepción táctil, el microbioma y los microorganismos ambientales.

Los materiales de la cama también varían en su contenido de vitamina C y fitoestrógenos y en su capacidad para suprimir el amoníaco, el subproducto de la catálisis de ureasa bacteriana fecal y el gas nocivo más abundante producido en el microambiente. Según las necesidades de la investigación, la cama puede esterilizarse mediante autoclave o irradiación antes de su uso, o puede usarse tal cual. Los ratones, las especies que se mantienen en mayor número en contacto con las camas, prefieren materiales más blandos y aquellos en volúmenes que permitan hacer madrigueras y el anidamiento, suplementados con un enriquecimiento que facilite estos y otros comportamientos normales. A la luz de estos hechos, aquellos que cuidan y usan animales en investigación deben ser conscientes de que la gran variedad de materiales de cama puede tener efectos igualmente amplios sobre el comportamiento y los procesos biológicos que pueden influir en los resultados experimentales.

La alimentación debe ser en una cantidad adecuada, de buen sabor, estar libre de contaminantes, ser nutricionalmente apropiada, fácilmente accesible y proporcionada en medios que satisfagan las necesidades de comportamiento según los requerimientos específicos de cada especie. Son preferibles los alimentos fabricados específicamente para los animales de investigación, ya que es más probable que estén uniformemente constituidos, libres de contaminantes, de vida útil conocida y con fecha de fabricación. Los alimentos se deben fabricar, transportar, almacenar y emplear de manera que se reduzca al mínimo su deterioro, contaminación o infestación. Las dietas para animales de laboratorio suelen tener una vida útil de 9 meses si se conservan a una temperatura igual o inferior a 21 °C y un 50 % de humedad relativa. Debido al uso de un tipo estabilizado, este es el caso incluso para dietas enriquecidas con vitamina C.

La mayoría de los animales pequeños consumen alimentos en relación a sus necesidades energéticas, según la influencia del entorno y dictados por su genotipo, y se alimentan a voluntad; para evitar la obesidad y reducir los desechos, la alimentación de los conejos, los carnívoros de laboratorio, los cerdos, los anfibios acuáticos y los primates se puede restringir a una cantidad diaria determinada. Por regla general, los animales de laboratorio consumen al día un mínimo del 4-6 % de su peso corporal. Además de las dietas comerciales con ingredientes naturales y por lo general granuladas de diferentes especificaciones (p. ej., control de calidad y garantía de los ingredientes), se pueden formular dietas semisintéticas o completamente sintéticas y preparaciones totalmente líquidas para su utilización en ciertos tipos de investigación. Las dietas para roedores sometidas a una radiación o a una autoclave están disponibles y se pueden utilizar si se necesita la esterilización del alimento.

Para los animales terrestres, se debe proporcionar agua potable no contaminada en cantidades adecuadas para satisfacer las necesidades específicas de cada especie. El agua que entra en una instalación de investigación animal suele suministrarse de una fuente local doméstica (aunque a veces de pozos), que cumpe los estándares generales apropiados para el consumo humano. Esta agua, sin embargo, todavía puede estar sujeta a una variación considerable según una serie de factores, como la localización geográfica, la proximidad a entornos industriales, urbanos o agrícolas y los métodos de tratamiento municipal. Por consiguiente, el agua potable es una variable que puede afectar profundamente a la investigación.

Antes de su presentación para el consumo, el agua que entra en la instalación de investigación animal debe someterse a filtración de sedimentos y carbón, ablandamiento del agua y purificación adicional, como la desionización o la filtración por ósmosis inversa, antes de su almacenamiento en depósitos de capacidad con suministro de varios días en reserva y distribución para el consumo animal. Se recomiendan programas de garantía de calidad, que midan el pH, la dureza, el contenido de agentes químicos y la carga microbiana. El agua acidificada, clorada o estéril puede ser necesaria bajo ciertas condiciones experimentales o de cría.

El agua se suele proporcionar a voluntad con botellas, bolsas de plástico, a través de la administración automática y, en ciertas aplicaciones, geles estériles no humectantes. En el alojamiento de los roedores, un suministro de agua automático mejora las ventajas de los sistemas de jaulas ventiladas y reduce los costos/gastos operativos, aumenta la seguridad para los técnicos de cuidado animal, ahorra mano de obra, reduce las interrupciones de los ratones por parte de los cuidadores y proporciona una alta calidad del agua. El inconveniente del uso de un suministro automático de agua potable para los roedores es el riesgo de hipotermia, ahogamiento o deshidratación de los animales de la jaula como consecuencia del fallo de la válvula de suministro de agua. Estos sistemas no funcionan automáticamente y requieren una supervisión regular de su funcionamiento y un mantenimiento preventivo periódico, incluida la desinfección completa del sistema de distribución para evitar la formación de biopelículas.

La calidad del agua es el factor ambiental más importante para las especies acuáticas y la clave determinante de su salud. Un agua de calidad inadecuada o fluctuaciones en la temperatura del agua son factores de estrés fisiológico que afectan a la ingesta, la digestión y el aprovechamiento del alimento; alteran el sistema inmunitario; y predisponen a infecciones oportunistas. El agua para los vertebrados acuáticos no debe contener nitrito, amoníaco ni cloro, con recuentos totales de coliformes que no excedan los 200/mL. El pH debería ser de 6,5-8,5. Aunque los anfibios acuáticos se pueden mantener en pequeños contenedores de agua estancada, la recirculación de agua mediante filtración biológica y la reposición parcial periódica con agua fresca, al igual que con los peces, ayudan a reducir los recuentos bacterianos y a prevenir el desarrollo de productos tóxicos.

Es obligatorio un nivel constante de alta calidad de los recintos de animales y de higiene de las instalaciones para asegurar que los animales estén limpios y secos, que la calidad del aire sea la adecuada (sin utilizar agentes enmascaradores) y que las superficies del recinto principal y los accesorios estén limpios. Se deben limpiar y desinfectar los alojamientos, los espacios auxiliares y los recintos principales con la frecuencia necesaria para mantenerlos libres de suciedad, de desechos y de contaminación potencialmente nociva. Para los roedores con contacto con el fondo de la jaula, a menudo serán suficientes 1-3 cambios por semana; para los roedores, conejos y primates que están en jaulas suspendidas sobre bandejas de excrementos y en ratones en sistemas de jaulas ventiladas, un cambio de jaula cada 2 semanas debería ser suficiente. Para los animales de mayor tamaño, se deben retirar diariamente los lechos sucios y los excrementos, y se deben limpiar y desinfectar los recintos diariamente o como mínimo cada dos semanas.

Se deben limpiar y desinfectar los recipientes de agua y otros equipos de bebederos o comederos al menos semanalmente. Los dispositivos automáticos de renovación del agua en las jaulas, estanterías o en las habitaciones deben diseñarse y programarse para que se descarguen de forma continua o periódica, o deben escurrirse, enjuagarse y desinfectarse manualmente a intervalos regulares y frecuentes.

El calentamiento de las jaulas y otros equipos hasta 82,2 °C o la utilización de una desinfección química apropiada (p. ej., las soluciones de hipoclorito) destruyen los virus y las bacterias patógenas que no forman esporas. Se deben enjuagar a fondo todas las jaulas y otros equipos después de su tratamiento con detergentes o desinfectantes. La eficacia de los programas de saneamiento debe evaluarse regularmente utilizando sistemas microbiológicos adecuados de detección de material orgánico u otros medios.

Se deben instaurar programas dirigidos profesionalmente para prevenir, identificar y erradicar o controlar los insectos o los roedores escapados o silvestres, periódicamente programados y sistemáticamente documentados. El empleo de plaguicidas debe ser el último recurso y en general reducido a las zonas que no se utilicen para los animales o para el almacenamiento de alimentos o lechos. Si estos agentes se usan cerca de los animales o de sus alimentos y lechos, debe informarse a los investigadores de su uso. Se recomiendan sustancias relativamente inertes, tales como el aerogel de sílice o el polvo de ácido bórico, que son útiles para controlar los insectos que caminan, por ejemplo, las cucarachas.