El objetivo general para el mantenimiento de los mamíferos marinos en cautividad es recrear su ambiente natural tanto como sea posible. En EE. UU., la Marine Mammal Protection Act de 1972 especifica que el recuento de bacterias coliformes del agua de los mamíferos marinos en cautividad ha de ser ≤1000 NMP (número más probable/100 mL), aunque los sistemas deben mantenerse rutinariamente muy por debajo de ese número.
Los mamíferos marinos alojados en los límites de su rango de tolerancia de temperatura son más propensos a contraer enfermedades ambientales e infecciosas. En general, los cetáceos, los pinnípedos, las nutrias y los osos polares se adaptan mejor al frío que al calor, pero las tolerancias específicas de cada especie difieren. Los sirénidos suelen estar adaptados a aguas más cálidas y se vuelven hipotérmicos en condiciones de agua fría. La combinación inadecuada de diferentes especies en las exhibiciones puede llegar a comprometer la salud de algunas de ellas.
La buena calidad del aire, especialmente en las instalaciones interiores (10-20 cambios de aire/h), es tan importante como la buena calidad del agua. Los restos de las exhibiciones al aire libre han de mantenerse alejados y los desagües ambientales no deben vaciarse en piscinas. Los fotoperiodos, las necesidades de luz espectral y de intensidad lumínica, las tolerancias a los sonidos y las necesidades de una distancia de huida no están bien establecidos en ningún mamífero marino. Los extremos en cualquiera de estos factores se deben considerar perjudiciales al no haber datos específicos.
Cetáceos: la mayoría de los cetáceos vive en hábitats marinos, aunque algunas especies migran al agua dulce y cinco especies de delfines de río se han adaptado completamente a los hábitats de agua dulce. Los cetáceos marinos se deben mantener en aguas con una salinidad de 25-35 g/L, utilizando preferiblemente sales marinas equilibradas. En cautividad, el pH del agua de los cetáceos marinos se debe mantener lo más cerca posible al de las aguas de en medio del océano (8-8,3). Los cetáceos de agua dulce también necesitan un agua similar a la de su hábitat natural. Se recomiendan variaciones en la profundidad de la piscina y un entorno no uniforme para un ambiente acústicamente más enriquecedor.
Pinnípedos: las necesidades ambientales de los pinnípedos son similares a las de los cetáceos, excepto que los pinnípedos suelen salir del agua (es decir, abandonan temporalmente el agua). Aunque los pinnípedos en cautividad se pueden mantener en agua dulce, son preferibles las piscinas de agua salada que cumplan las especificaciones enumeradas para cetáceos, a excepción de las focas del Baikal de agua dulce (Phoca sibirica). La mayoría de los pinnípedos obtienen sus necesidades de agua metabólica a partir de los alimentos y no requieren acceso al agua dulce si se les proporciona pescado con un contenido elevado de grasa. Sin embargo, una práctica frecuente es facilitar a los pinnípedos el acceso al agua potable. Las piscinas para pinnípedos cautivos deben ofrecer refugio del viento y sombra. Los requisitos de transporte son diferentes para cada especie, pero se deben proporcionar varias opciones de transporte para permitir que los animales se separen en tierra.
Sirénidos: las subespecies de manatí varían según el tiempo que pasan en agua dulce, aunque el dugongo (Dugong dugong) es completamente marino. Los sirénidos son especies tropicales y subtropicales con necesidades de calidad del agua similares a las de los cetáceos y se tornan hipotérmicos con una exposición prolongada al agua demasiado fría (por debajo de ~20 °C). El sirenio más común en EE. UU., el manatí de Florida (Trichechus manatus latirostris), habita tanto en hábitats marinos como de agua dulce, dependiendo de la estación. Los manatíes se mantienen mejor en cautividad si se modifica la salinidad del agua estacionalmente, para que coincida con sus migraciones en su estado silvestre.
Nutrias marinas: las nutrias marinas en cautividad deben alojarse en un sistema de agua marina fría. Como las nutrias marinas no tienen sebo, el pelo es su principal protección frente a la hipotermia; por tanto, el agua debe mantenerse libre de aceites y material orgánico que pueda enredar o dañar el pelo. Las nutrias marinas también deben tener disponibles áreas secas de salida.
Osos polares: los osos polares viven naturalmente en el hielo ártico y subártico. Los osos polares se han adaptado con éxito a los climas subtropicales en cautividad, pero son más sensibles a padecer enfermedades dermatológicas en climas cálidos. Tradicionalmente se ha proporcionado agua dulce a los osos polares en cautividad, pero el agua salada o salobre es beneficiosa. La atención correcta a la filtración y a la calidad del agua es muy beneficiosa, y se debe proporcionar un terreno variable y una piscina amplia y luz solar. Se necesita un área de madriguera aislada para las hembras gestantes.
Sujeción de mamíferos marinos
Para realizar un examen exhaustivo de los mamíferos marinos se aplican diversas técnicas de sujeción, como el adiestramiento (conductual) y la restricción manual, mecánica y química. La restricción del comportamiento se utiliza ampliamente para facilitar el examen y la recogida de muestras diagnósticas; estas técnicas son muy ventajosas, ya que pueden reducir las lesiones potenciales y el estrés tanto para los animales como para los humanos. La presencia de sus cuidadores es muy importante para estos animales. Algunos ejemplos de muestras diagnósticas recogidas de animales entrenados incluyen sangre, muestras nasales o respiratorias, muestras gástricas, de esputo, oculares y de piel, orina y heces. Los procedimientos diagnósticos pueden incluir numerosos elementos de la exploración física, la ecografía, la radiografía y la medición de la presión intraocular. Sin embargo, deben estar disponibles métodos alternativos de sujeción para las urgencias, ya que los animales enfermos o lesionados pueden no responder a las señales normales de entrenamiento.
Cetáceos y sirénidos: para procedimientos complejos o animales no entrenados, el abordaje más seguro para inmovilizar a un cetáceo o sirénido es sacarlo del agua. Los recintos de cautividad deben permitir el drenaje del agua para que los animales puedan quedar varados sin el uso de redes; un suelo elevable incorporado es la forma más rápida de lograr esto. Cuando el animal empiece a flotar por el drenaje del agua, se debe colocar sobre colchones gruesos de goma para minimizar su lucha y posibles daños. Las redes son una alternativa para capturar pequeños cetáceos y sirénidos mantenidos en corrales de pesca o silvestres; sin embargo, se necesita personal con experiencia para minimizar el riesgo de ahogamiento o de lesionar al animal o al personal. Los animales atrapados en las redes se colocan en camillas o flotadores de espuma o especialmente diseñados que pueden suspender al animal parcialmente dentro o por encima del nivel del agua.
Los cetáceos pequeños, como los delfines, a menudo pueden ser inmovilizados por el peso de tres o cuatro ayudantes: una persona controla el pedúnculo de la aleta acudal y las otras aplican el peso junto al cuerpo del animal, aunque se debe tener cuidado para evitar limitar la respiración normal. Se puede utilizar personal adicional para especies más grandes como las belugas. Las aletas pectorales se deben plegar a lo largo del animal en una posición natural para evitar una lesión permanente y nunca deben usarse para posicionar a un animal. En los cetáceos más grandes, el poderoso pedúnculo de la aleta caudal puede asegurarse con restricciones mecánicas, aunque esto también puede causar daños al animal y a los humanos; por tanto, se justifica una precaución excesiva. Los sirénidos son relativamente dóciles pero tienen una aleta caudal muy potente; las dificultades para sujetarlos se suelen deber a su corpulencia y peso, por lo que es recomendable actuar con cautela porque tienden a rodar.
Pinnípedos y nutrias marinas: la captura de pinnípedos es más fácil y segura en suelo seco, aunque los animales pequeños pueden capturarse en el agua con redes de aro de liberación final. Los animales de gran tamaño no se deben capturar con redes en el agua, sino atraerlos y sacarlos fuera del agua o drenar el agua de sus piscinas. En tierra, las redes de aro se pueden utilizar en animales más grandes. Las redes de carga, las tablas deflectoras y los postes de sujeción (postes de arrastre) también pueden ser útiles. Una vez capturados, los pinnípedos más pequeños pueden ser inmovilizados durante algunos procedimientos más cortos por un manipulador experimentado sentado sobre el lomo de la foca y sosteniendo la cabeza; los manipuladores deben apoyar la mayor parte de su peso sobre sus rodillas y usar sus piernas para evitar restringir la respiración. Los pinnípedos más grandes o los procedimientos más complejos requieren una jaula de contención con un diseño adecuado o restricción química. Las nutrias marinas se pueden sacar de las piscinas con redes de aro. Una vez que están fuera del agua, se pueden emplear bolsas, cajas de contención u otros equipos de sujeción bien acolchados para carnívoros silvestres pequeños.
Osos polares: no se recomienda inmovilizar manualmente a los osos polares, por su gran tamaño y peligrosidad. Se pueden utilizar algunas técnicas de entrenamiento, especialmente si se combinan con jaulas de compresión o similares, pero se recomienda el contacto protegido.
Anestesia de mamíferos marinos
Las adaptaciones fisiológicas al buceo y al ambiente acuático pueden hacer que la anestesia general de los mamíferos marinos sea complicada. Los fármacos anestésicos utilizados con frecuencia en otros animales suelen tener márgenes estrechos de seguridad o causan reacciones inesperadas en los mamíferos marinos. Se han utilizado numerosos tranquilizantes, sedantes y anestésicos en diferentes especies, pero solo deben ser administrados a los mamíferos marinos por personal experimentado en su uso. La planificación y la formación meticulosas son de vital importancia, ya que la morbilidad y la mortalidad asociadas con la anestesia pueden ser elevadas en estas especies. Los fármacos reversibles son deseables, ya que pueden reducir el tiempo de recuperación. Se necesita una monitorización estrecha de la frecuencia y calidad cardiacas (ECG), la frecuencia respiratoria, la temperatura, el dióxido de carbono teleespiratorio y la profundidad y perfusión anestésicas. Los mamíferos marinos son propensos a la atelectasia, y muchos fármacos reducen la frecuencia y la calidad de la respiración o producen apnea. Algunos agentes anestésicos comunes y las dosis se proporcionan en la tabla Sedantes y anestésicos inyectables comunes utilizados en pinnípedos y cetáceos variados.
Sedantes y anestésicos inyectables frecuentes utilizados en pinnípedos y cetáceos variados
Fármaco | Otáridos | Fócidos | Cetáceos |
|---|---|---|---|
Alfaxalona | Aa: 2–3 mg/kg, IM Zc: 1-2 mg/kg, IM, con midazolam (0,1-0,2 mg/kg) Recomendada en combinación con una benzodiacepina | Pv: 1–1,5 mg/kg, IM o IV Mejores efectos en combinación con una benzodiacepina | — |
Butorfanol | Ej: 0,1–0,2 mg/kg, IM Zc: 0,1–0,3 mg/kg, IM Reversible | Hl: 0,05–0,17 mg/kg, IM Pv: 0,1–0,3 mg/kg, IM o IV Reversible | Dl, Lo, Oo o Tt: 0,05-0,15 mg/kg, IM |
Diazepam | Aph: 0,04–0,28 mg/kg, IM o IV Zc: 0,05–0,3 mg/kg, PO Reversible | Hg: 0,3 mg/kg, IM Lc: 0,1–0,25 mg/kg, IM Ml: 0,02-0,35, IV o IM Pv: 0,05–0,32 mg/kg, IV o IM Reversible | Dl: 0,16 mg/kg Oo: 0,25-1 mg/kg, PO Tt: 0,1–0,22 mg/kg, PO o IM Reversible |
Ketamina | Aa: 1 mg/kg, IM Ag: 6-7 mg/kg, IM Aph: 2-6 mg/kg At: 1,9–2,8 mg/kg, IM Zc: 1–4 mg/kg, IM Mejores efectos en combinación con una benzodiacepina | Hg: 6 mg/kg, IM Lw: 1,6-2,4 mg/kg, IM Lc: 2,9-7,7 mg/kg Ml: 1,8-3,4 mg/kg, IV, o 2-8 mg/kg, IM Mejores efectos en combinación con una benzodiacepina | 1,1 mg/kg |
Medetomidina | Cu: 0,01–0,04 mg/kg, IM Ej: 0,02-0,06 mg/kg, IM Zc: 0,01-0,07 mg/kg, IM Reversión recomendada | Ml: 0,012-0,027 mg/kg, IM Reversión recomendada | — |
Meperidina (petidina) | 0,1-0,45 mg/kg, IM Depresión respiratoria a dosis más altas | Hg: 2 mg/kg, IM Hl: 1–1,5 mg/kg, IM Lc: 1–3 mg/kg, IM Ml: 1,2-6,7 mg/kg, IM Reversible | 0,1-0,5 mg/kg, IM |
Midazolam | Aa: 0,1–0,7 mg/kg, IM Ej: 0,2-0,25 mg/kg, IM Zc: 0,1–0,3 mg/kg, IM Reversible | Hg: 0,2–0,3 mg/kg, IM Hl: 0,16–0,38 mg/kg, IM Lw: 0,08-0,5 mg/kg, IM Lc: 0,15-0,85 mg/kg, IM Ml: 0,02-0,07, IM Pg: 0,2 mg/kg, IM Pv: 0,1–0,3 mg/kg, IM o IV Reversible | Tt: 0,05-0,15 mg/kg, IM o IV Reversible |
Propofol | Zc: 2-5 mg/kg, IV (inducción anestésica) | Pv: 1,25-2 mg/kg, IV; 2-6 mg/kg, IV (inducción anestésica) | Tt o Lo: 3-5,5 mg/kg, IV (inducción anestésica) |
Tiletamina-zolacepam | Aa: 1-1,4 mg/kg, IM Cu: 0,77-1,14 mg/kg, IM Ej: 1,8-2,5 mg/kg, IM Ph: 1,6–2 mg/kg, IM Zc: 1 mg/kg, IM | Hg: 0,5–1,6 mg/kg, IM Hl: 1,2-1,4 mg/kg Lw: 0,3-1,1 mg/kg, IV o IM Ma o Ml: 0,4-1,2 mg/kg, IV o IM | — |
Clave de la especie | Aa: Arctocephalus australis (lobo marino sudamericano) Ag: Arctocephalus gazella (lobo marino antártico) Aph: Arctocephalus phillipi (lobo marino de Juan Fernández) Apu: Arctocephalus pusillus (lobo marino sudafricano) At: Arctocephalus tropicalis (lobo marino subantártico) Cu: Callorhinus ursinus (lobo marino del norte) Ej: Eumetopias jubatus (león marino de Steller) Ph: Phocarctos hookeri (león marino de Nueva Zelanda) Zc: Zalophus californianus (león marino de California) | Hg: Halichoerus grypus (foca gris) Hl: Hydrurga leptonyx (foca leopardo) Lw: Leptonychotes weddellii (foca de Weddel) Lc: Lobodon carcinophagus (foca cangrejera) Ma: Mirounga angustirostris (elefante marino del norte) Ml: Mirounga leonina (elefante marino del sur) Pg: Phoca groenlandica (foca arpa) PV: Phoca vitulina (foca común) | Dl: Delphinapterus leucas (beluga) Lo: Lagenorhynchus obliquidens (delfín de flancos blancos del Pacífico) Oo: Orcinus orca (orca) Tt: Tursiops truncatus (delfín mular) |
Cetáceos: la anestesia general no se realiza de forma rutinaria en estas especies, sobre todo porque muchos procedimientos pueden realizarse con entrenamiento o sedación, junto con anestésicos locales, con el animal fuera del agua. Los cetáceos necesitan máquinas anestésicas y respiradores (ventilación apnéustica) especializados. La anestesia general puede inducirse con propofol administrado IV u otros agentes, mantenerse con agentes inyectables o anestesia inhalatoria, y exige intubación endotraqueal. Después de la pérdida de reflejos, incluido el tono de la mandíbula, la boca se mantiene abierta, la laringe modificada (pico de ganso) se palpa manualmente y se disloca cranealmente desde el esfínter nasofaríngeo, y se coloca un tubo endotraqueal en la tráquea. La tráquea es muy corta; por tanto, la longitud de la inserción del tubo endotraqueal debe controlarse cuidadosamente. El pico de ganso se debe volver a colocar manualmente en la posición adecuada durante la recuperación, y el cetáceo se debe monitorizar de cerca hasta que la respiración normal se haya reanudado por completo, ya que la renarcotización es común.
Pinnípedos: los otáridos, los fócidos y los odobénidos se anestesian rutinariamente tanto en cautividad como en el campo para diversos procedimientos. Se han usado con éxito diversos agentes inyectables, aunque los agentes reversibles pueden ser particularmente deseables. También se han utilizado anestésicos inhalatorios, por lo general isoflurano y sevoflurano, para el mantenimiento o la inducción de la anestesia en animales más pequeños. Se recomienda la intubación endotraqueal, ya que la apnea y la atelectasia son muy frecuentes en estas especies. La tráquea se bifurca antes de entrar en el tórax en los otáridos; por tanto, se debe tener precaución al insertar el tubo endotraqueal. Las morsa tienen una bolsa faríngea que puede intubarse accidentalmente, por lo que se recomienda el uso de un laringoscopio largo o un endoscopio para visualizar la laringe. La ventilación mecánica se recomienda para procedimientos más largos, y particularmente cuando los animales están en decúbito supino, ya que la hipotensión es frecuente. La efedrina es eficaz en el tratamiento de la hipotensión.
Sirénidos: los sirénidos rara vez necesitan anestesia general, pero se puede recomendar la sedación (por lo general con benzodiacepinas) para algunas pruebas diagnósticas y tratamientos. La intubación endotraqueal se realiza a través de la cavidad nasal y se logra mejor mediante el uso de endoscopia, ya sea visualizando la laringe a través de una nariz e insertando el tubo endotraqueal a través de la otra, o colocando el tubo endotraqueal sobre el endoscopio directamente y visualizando la laringe. Al igual que los cetáceos, la tráquea de los sirénidos también es corta. Se debe usar un ventilador mecánico para garantizar una ventilación adecuada y se debe usar un sistema de ventilación grande.
Nutrias marinas: tanto en situaciones de vida silvestre como en cautividad, las nutrias marinas se anestesian con mayor frecuencia con fentanilo, IM, en combinación con midazolam o diazepam. Se recomienda la intubación endotraqueal para procedimientos más largos, y el tamaño apropiado del tubo endotraqueal suele ser menor de lo que cabría esperar para animales terrestres de tamaño similar. Los anestésicos inhalatorios, como el sevoflurano y el isoflurano, pueden usarse para complementar los anestésicos inyectables. Se ha documentado el reciclaje de narcóticos; por tanto, se recomienda la reversión de los opioides con naltrexona. La monitorización estrecha de la temperatura es particularmente importante en las nutrias marinas.
Osos polares: los osos polares se inmovilizan rutinariamente con etorfina, tiletamina-zolazepam con o sin medetomidina, ketamina con xilacina o una variedad de otros agentes que se administran IM. La dosis necesaria depende mucho del ejemplar y del medio ambiente. Una vez anestesiado, se deben tomar precauciones para garantizar la seguridad humana en caso de recuperación anestésica inesperada o repentina.
Recogida de muestras en mamíferos marinos
Extracción de sangre
Los mamíferos marinos tienen adaptaciones vasculares que pueden dificultar la extracción de sangre y la interpretación de las muestras, en particular las anastomosis arteriovenosas dentro de la vasculatura periférica que a menudo dan lugar a sangre arteriovenosa mixta. La ecografía puede ser útil para localizar vasos en muchas especies y es muy recomendable para el cateterismo. Siempre se debe seguir una técnica aséptica al recoger muestras de sangre o colocar catéteres.
Cetáceos: la sangre se recoge con mayor frecuencia a través de los vasos dorsales o ventrales de la aleta caudal o de la red venosa periarteriolar con una aguja de mariposa y un tubo de extracción de sangre al vacío o con una aguja y una jeringa. Por lo general se puede ver o palpar un ligero surco o hendidura del árbol vascular. La sangre también se puede recoger de la red venosa periarteriolar en la aleta dorsal o la aleta pectoral en algunas especies. Se puede acceder a la vena del pedúnculo mediante abordaje lateral o ventral, y este punto se suele emplear para muestras de sangre más grandes o cateterismo.
Pinnípedos: los lugares más comunes de recogida de sangre de fócidos y morsas son la vena intervertebral epidural o el seno y una vena interdigital plantar. Se suele acceder a la vena intervertebral epidural desde la línea media dorsal, 1-3 espacios intervertebrales craneales a la pelvis, y es fiable para la recogida de muestras grandes, mientras que la vena interdigital por lo general produce muestras más pequeñas. En los otáridos, la vena glútea caudal, los vasos interdigitales de las aletas traseras y la vena braquial ventral de las aletas delanteras son los más utilizados. La vena glútea caudal está caudal a la pelvis anterior, aproximadamente entre un tercio y la mitad de la distancia desde el trocánter femoral hasta la base de la cola y justo lateral a las vértebras sacras. Se puede acceder a él con un tubo de extracción de sangre al vacío y un soporte de aguja o con una aguja y una jeringa. Los vasos interdigitales varían en tamaño y prominencia entre las especies, y la presión (p. ej., un torniquete alrededor del tarso) y el calentamiento local de la aleta pueden ayudar a abrir el vaso, que puede observarse y palparse directamente. Las técnicas similares pueden permitir el acceso venoso braquial. La vena yugular y la vena subclavia también pueden usarse para el acceso IV en estas especies, pero por lo general bajo anestesia.
Sirénidos: la sangre de los sirénidos se suele recoger del haz vascular braquial de la aleta pectoral, localizada entre el radio y el cúbito, con un abordaje medial o lateral.
Nutrias marinas: la sangre por lo general se recoge de la vena poplítea o femoral en nutrias marinas conscientes y también se puede recoger de la vena yugular y cefálica en nutrias anestesiadas.
Osos polares: la sangre de oso polar se suele recoger de las venas yugular, femoral, safena o cefálica bajo anestesia, aunque en osos entrenados y conscientes se pueden recoger pequeñas cantidades de los vasos digitales.
Recogida de orina
Como ocurre con otras especies, la orina se recoge con mayor frecuencia mediante cistocentesis, cateterismo o captura libre. Algunos delfines y otros cetáceos han sido entrenados para la recogida de orina. Puede ser difícil recoger la orina mediante catéter o cistocentesis de algunas especies, como los manatíes, en cuyo caso la captura libre es valiosa. Se puede colocar un plato poco profundo debajo de la abertura urinaria en los manatíes en decúbito ventral, y los pinnípedos y las nutrias pueden mantenerse temporalmente en jaulas forradas con barras o rejillas en el fondo, permitiendo que la orina caiga a través de ellas.
Recolección de muestras gástricas
Las muestras gástricas para la evaluación citológica y para determinar el pH y otros parámetros son comunes en los delfines en cautividad. Muchos delfines están entrenados para permitir la introducción de una sonda gástrica flexible para proporcionar hidratación oral y recoger muestras. La mayoría de los delfines son sensibles a esta técnica de entrenamiento dada la estructura única de su laringe y esófago modificados; sin embargo, también se ha entrenado a algunos pinnípedos para permitir la inserción de sondas gástricas y la recogida de muestras.
Recolección de muestras respiratorias
También se recogen rutinariamente muestras respiratorias de los cetáceos en cautividad para establecer los perfiles citológicos basales y vigilar la presencia de enfermedades potenciales o la presencia de nuevos patógenos, como los hongos. Los delfines suelen estar entrenados para exhalar con fuerza (es decir, resoplido) cuando se les pide. Se coloca una placa de Petri u otro medio de muestreo por encima del orificio para capturar las partículas exhaladas para su evaluación.
