En cada diagnóstico veterinario de laboratorio se ofrece un grupo de pruebas diagnósticas que es objeto de frecuentes cambios a medida que se dispone de pruebas nuevas y mejoradas. Por tanto, los protocolos de recogida y remisión de muestras también están sujetos a cambios.
El clínico y el personal de diagnóstico de laboratorio deben mantener una buena comunicación con el fin de completar sus esfuerzos diagnósticos de manera eficiente y brindar un servicio óptimo al propietario. Los profesionales deben ser claros y específicos en sus solicitudes de pruebas. El personal del laboratorio brindará orientación sobre los protocolos de recogida y manipulación de muestras, así como asistencia en la interpretación de los resultados de las pruebas.
La mayoría de los laboratorios de diagnóstico publican pautas para el usuario con los protocolos preferidos para la recolección y el envío de muestras; sin embargo, las siguientes recomendaciones son bastante estándar.
Se debe incluir una historia clínica detallada con las muestras enviadas. Esta información es especialmente importante para la interpretación de muestras enviadas para evaluación citológica e histológica. El formulario de envío debe protegerse en una bolsa impermeable para evitar que se dañe por la presencia de líquidos en el embalaje.
Una anamnesis detallada debe incluir los siguientes elementos:
Nombre y apellido del propietario.
Especie.
Raza o tamaño y peso (si se desconoce la raza).
Sexo.
Edad.
Identificación del animal.
Signos clínicos relevantes.
Aspecto macroscópico (incluido el tamaño y la localización) de la lesión.
Tratamiento previo, incluyendo la respuesta al tratamiento (si se administró).
Resultados de pruebas diagnósticas relevantes, como hemograma completo, análisis bioquímicos séricos, evaluación citológica e histológica y estudios de imagen.
Para estudios de salud poblacional, morbilidad y mortalidad en el grupo.
Si se sospecha una zoonosis, esto también debe indicarse claramente en el formulario de envío para alertar al personal de laboratorio.
Embalaje de muestras de animales para envío
El envío de muestras biológicas debe cumplir con los protocolos establecidos por el servicio de mensajería o envío utilizado. En algunos casos, el transporte aéreo requiere el cumplimiento de la normativa de la Asociación Internacional de Transporte Aéreo (IATA) sobre materiales peligrosos.
Esta normativa incluye restricciones sobre el volumen de formol que se puede enviar en un contenedor: no más de 30 mL de solución líquida libre en cada contenedor interior y no más de 1 L en todo el paquete exterior. En lugar de enviar grandes volúmenes de formol, las muestras de tejido pueden fijarse internamente durante al menos 24 horas en un volumen apropiado y luego transferirse a un volumen más pequeño de formol fresco para su envío.
Los envíos con muestras de tejido fresco deben estar claramente etiquetados:
UN2814, sustancias infecciosas que afectan a los humanos.
UN2900, sustancias infecciosas que afectan a los animales.
UN3373, sustancias biológicas, categoría B.
La mayoría de las muestras para diagnóstico veterinario se clasifican en la categoría B (una sustancia infecciosa que no se encuentra en una forma por lo general capaz de causar una discapacidad permanente o una enfermedad potencialmente mortal o mortal en humanos o animales sanos cuando se produce la exposición). Si se sospechan enfermedades de alto riesgo o de declaración obligatoria, es esencial ponerse en contacto con las agencias veterinarias estatales o federales respecto a las precauciones necesarias para el envío.
Se pueden encontrar más detalles en el sitio web de la Asociación Internacional de Transporte Aéreo y del US Postal Service Postal Explorer, así como en sitios web de mensajería comercial.
Un enfoque fundamental para envasar muestras implica una barrera de tres capas para protegerlas:
La muestra se coloca en un contenedor primario apropiado (frasco, bolsa o tubo sellado).
Luego, el recipiente primario se cierra dentro de un recipiente secundario, que también incluye material absorbente.
El contenedor secundario se coloca en la caja de envío (contenedor terciario), que a menudo alberga paquetes de refrigerante o de frío, así como varios materiales de amortiguación (p. ej., espuma de poliestireno) para proteger la muestra. Lo ideal es que el contenedor terciario sea una caja refrigeradora de poliestireno resistente o una caja de cartón forrada con un revestimiento de poliestireno ajustado.
Los artículos como jeringas, guantes obstétricos y recipientes sin orificios sellables no son adecuados para el envío. Bajo ninguna circunstancia deben enviarse al laboratorio agujas, hojas de bisturí o cualquier otro elemento potencialmente lesivo (p. ej., portaobjetos de microscopio rotos con bordes afilados).
Las muestras líquidas no deben enviarse en bolsas de plástico; en su lugar, ha de usarse un frasco con cierre hermético. Se deben utilizar rotuladores permanentes al etiquetar bolsas y contenedores de muestras; como mínimo, la identificación del paciente y el tipo de muestra (p. ej., orina, suero, plasma) son información fundamental en el etiquetado.
Los materiales refrigerantes deben sellarse en bolsas de plástico separadas para evitar daños por condensación. Los paquetes de refrigerante o de frío no han de colocarse directamente sobre muestras, como los tubos de sangre completa, que podrían sufrir efectos adversos si se congelan durante el transporte.
Se debe incluir el formulario de envío debidamente protegido y completado.
Si se usa hielo seco, esto debe anotarse en la etiqueta de la caja de cartón y la tapa no debe sellarse con cinta. De lo contrario, el CO2 liberado del hielo seco podría aumentar la presión y dañar el paquete o su contenido.
Preparación de muestras de animales para evaluación histológica
Los tejidos para examen microscópico recogidos mediante biopsia o durante la necropsia pueden ser fundamentales para obtener un diagnóstico. La inmunohistoquímica (IHQ) y otras pruebas avanzadas que se pueden aplicar al tejido fijado con formol refuerzan aún más la utilidad de la evaluación histológica como técnica de diagnóstico.
Por lo general, los tejidos autolisados no sirven para la evaluación histopatológica. El examen rápido de necropsia y la toma de muestra de órganos son fundamentales.
Los tejidos no deben congelarse antes de la fijación.
Aparte de los tejidos del SNC, las muestras recolectadas para evaluación histológica nunca deben tener un grosor >1 cm (preferiblemente 5-7 mm) y deben colocarse inmediatamente en una solución que contenga ≥10 veces su volumen de formol al 10 % tamponada con fosfato para garantizar su adecuada fijación.
Los tejidos deben ser representativos de cualquier lesión presente y, en el caso de lesiones cutáneas mediante punch (o sacabocados) y biopsias obtenidas mediante recolección endoscópica, deben centrarse directamente en las lesiones macroscópicas visibles.
Las biopsias en cuña o las muestras de tejido recogidas en la necropsia deben incluir parte del tejido circundante aparentemente normal; la interfase entre el tejido normal y anormal puede proporcionar información clave.
Las biopsias por escisión de tumores pequeños (<1,5 cm) pueden cortarse por la mitad. Los tumores más grandes se pueden cortar como el pan, para que el formol pueda penetrar en la cara de cada rebanada. Alternativamente, se pueden recolectar varias muestras representativas (de 7 mm de ancho, incluyendo la interfaz de normal y anormal).
En lugar de enviar grandes volúmenes de formol, las muestras de tejido pueden fijarse internamente durante al menos 24 horas en un volumen apropiado y luego transferirse a un volumen más pequeño de formol fresco para su envío.
La presentación de tejido que se ha conservado en formol es aceptable dentro de cualquier plazo, aunque la calidad de la muestra se degradará con el tiempo. La fijación prolongada en formol puede afectar negativamente a las pruebas avanzadas; por ejemplo, las pruebas inmunohistoquímicas no se recomiendan para tejido que ha sido conservado en formol durante >7 semanas porque los resultados pueden no ser válidos.
Las muestras deben enviarse en contenedores irrompibles aprobados por el laboratorio con tapas de rosca y embalarse de manera que se evite el derrame o la congelación durante el envío (consúltese Embalaje de muestras para envío).
Los tejidos específicos recogidos en la necropsia requieren atención adicional:
Dado que la mucosa GI se descompone rápidamente, las secciones cortas del intestino recolectadas en la necropsia deben abrirse longitudinalmente para permitir una fijación adecuada.
Si se va a enviar la médula espinal, la duramadre debe cortarse cuidadosamente a lo largo para permitir una penetración más rápida en la médula.
La fijación del cerebro plantea un dilema especial, especialmente si no se pudo determinar ante mortem la localización neuroanatómica de las lesiones dentro del órgano.
Lo ideal es disponer de un cerebro completo, intacto y fijo para la evaluación histopatológica completa.
Se necesita la inmersión del cerebro durante muchos días en un gran volumen de formol para una fijación adecuada; en consecuencia, los cerebros suelen transportarse en un estado solo parcialmente fijo. Si la muestra puede enviarse durante la noche, puede ser aceptable enviar un cerebro refrigerado, cuidadosamente empaquetado y sin fijar, que luego puede procesarse en el laboratorio de diagnóstico.
A menudo, el cerebro se divide por la mitad longitudinalmente y la otra mitad se envía sin fijar (en fresco) debidamente refrigerada para las pruebas microbiológicas, mientras que la otra mitad se fija parcialmente en tránsito. Este método puede resultar insatisfactorio si se trata de una lesión unilateral solitaria. Cortar el cerebro a la anchura adecuada para una rápida fijación provoca considerables artefactos de fijación y debe evitarse en la medida de lo posible; es preferible fijar el cerebro intacto (o cortado por la mitad) en un gran volumen de formol durante >24 horas.
Preparación de muestras de animales para pruebas microbiológicas
Cualquier agente infeccioso específico que se sospeche clínicamente debe anotarse en el formulario de envío; algunos microorganismos tienen exigencias de crecimiento específicas (p. ej., cultivo en anaerobiosis, medios especiales) que pueden no usarse de manera rutinaria en los laboratorios a menos que el patógeno se haya citado como diagnóstico diferencial.
Las técnicas de laboratorio y las capacidades para las pruebas microbiológicas varían; sin embargo, la mayoría de las pruebas se basan en el crecimiento o la visualización de microorganismos viables intactos o en la detección de ácidos nucleicos y proteínas de estos patógenos. Por lo tanto, las muestras no fijadas (tejido, líquido, etc,) deben recolectarse asépticamente y enviarse con prontitud para evitar su degradación.
Si existe la posibilidad de un cultivo microbiológico de una muestra de líquido como la orina o un derrame cavitario, se debe enviar una alícuota separada del líquido en un recipiente estéril libre de aditivos. Los tubos que contienen EDTA u otros conservantes suelen ser idóneos para la evaluación citológica, pero inadecuados para el cultivo.
Si se van a realizar pruebas de PCR, es particularmente importante evitar la contaminación cruzada entre varios animales en un envío; este principio se aplica a tejidos, líquidos e incluso a instrumentos de disección.
Además, los hisopos para análisis por PCR no deben colocarse en medios de transporte de agar o carbón y se deben evitar los hisopos de alginato de calcio. En cambio, los aplicadores estériles con punta de algodón o poliéster deben enviarse en un tubo, ya sea seco (sin medio de transporte) o con unas gotas de solución salina estéril o medio de transporte de virus, según las necesidades individuales del laboratorio.
Los requisitos para la prueba de PCR pueden variar ampliamente según la prueba de PCR específica, por lo que se recomienda encarecidamente consultar al laboratorio receptor antes de obtener la muestra.
Algunos protocolos de análisis pueden permitir la combinación de muestras de órganos de un individuo; sin embargo, suele ser preferible que cada tejido se recoja en bolsas o tubos estériles separados y claramente etiquetados para su envío. Las muestras intestinales nunca deben mezclarse en un recipiente con otras muestras de tejido.
Las muestras de tejidos y fluidos para la mayoría de los ensayos microbiológicos pueden congelarse antes del envío, pero la congelación no suele ser conveniente si las muestras pueden enfriarse y entregarse directamente al laboratorio en las 24 horas después de la recogida.
Las excepciones a esta regla incluyen el análisis de ciertas toxinas, como las de Clostridium perfringens y C botulinum, en el que la degradación de la toxina debe prevenirse mediante una rápida congelación después de la recogida. Se debe proporcionar refrigerante adecuado para que se mantengan frías (o congeladas) hasta que lleguen al laboratorio.
Las muestras fecales para pruebas de parasitología han de enviarse refrigeradas en recipientes debidamente sellados. La congelación puede tener poco impacto en las pruebas rutinarias de flotación o sedimentación, pero anulará la posibilidad del análisis de Baermann para las larvas de nematodos. Los ectoparásitos o nematodos que se presenten para su identificación deben enviarse en viales que contengan un 70 % de alcohol.
Preparación de muestras para análisis toxicológico en animales
Si se sospecha una toxina conocida, siempre se debe solicitar un análisis específico, ya que los laboratorios no pueden simplemente "verificar si hay intoxicación". Una descripción completa de los hallazgos clínicos y epidemiológicos puede ayudar a diferenciar las intoxicaciones de las enfermedades infecciosas que puedan asemejarse a la intoxicación.
Las principales muestras que deben recogerse suelen ser las siguientes:
Contenido gástrico.
Hígado.
Riñón.
Sangre completa.
Plasma o suero.
Orina.
También hay algunas excepciones, como la recogida de tejido cerebral para el análisis de colinesterasa.
Para algunas investigaciones, el diagnóstico requiere el análisis del alimento o agua. Si hay dudas acerca de los procedimientos de remisión de muestras, se debe contactar con el laboratorio.
La congelación es fundamental para evitar la degradación de unos pocos analitos, como la colinesterasa, el fosfuro de zinc y el fluoroacetato de sodio (compuesto 1080). Sin embargo, para la mayoría de los analitos, será suficiente el envío nocturno de las muestras refrigeradas.
Los contenedores para envasar y transportar muestras deben estar libres de agentes químicos. Los envases de plástico (p. ej., botes) son los idóneos, y se deben evitar los frascos con tapa de metal. Las muestras deben empaquetarse individualmente y todos los recipientes deben etiquetarse.
Si existe la posibilidad de que existan problemas legales, todos los contenedores para el envío han de sellarse para que pueda detectarse la manipulación o llevarlos a mano al laboratorio y obtener un recibo. La cadena de custodia debe documentarse con precisión.
Si se sospecha que el alimento o el agua son la fuente de la intoxicación, las muestras de tejido han de ir acompañadas de las muestras de tejido refrigeradas junto con cualquier etiqueta descriptiva del alimento. Si es posible, se debe enviar una muestra compuesta representativa del lote del alimento o envío sospechoso (es decir, alícuotas de la parte superior, media o inferior del contenedor de alimento).
Preparación de muestras de animales para análisis hematológico
Las pruebas hematológicas de rutina exigen sangre completa anticoagulada llena hasta el volumen de llenado apropiado para el tubo de recogida de muestras. El llenado excesivo o insuficiente de los tubos puede causar resultados analíticos poco fiables debido a una proporción incorrecta de sangre-aditivo.
Lo ideal sería incluir varios frotis de sangre. Los frotis de sangre deben prepararse inmediatamente después de recoger la muestra para minimizar artefactos, incluida la morfología alterada de los eritrocitos, la aglomeración de plaquetas y el deterioro celular general.
La sangre anticoagulada ha de refrigerarse; los frotis sanguíneos se deben conservar a temperatura ambiente. El EDTA es el anticoagulante de elección para hemogramas completos de mamíferos.
El EDTA es aceptable para la mayoría las especies no mamíferas, pero no para todas. La sangre de las mantarrayas, algunos peces teleósteos y algunas especies de reptiles y aves sufre hemólisis cuando se recoge en EDTA, por lo que se suele emplear la heparina para estas especies.
La sangre para estudios de coagulación debe recogerse en un tubo de citrato (tapón azul) que contenga citrato trisódico (3,2 o 3,8 %, según lo especificado por el laboratorio de referencia). Es imprescindible que el tubo se llene hasta el volumen de llenado apropiado, ya que un llenado insuficiente puede causar tiempos de coagulación falsamente prolongados.
Para las pruebas basadas en plasma, el plasma citratado debe separarse normalmente de la sangre completa durante las 6 horas siguientes a la recogida para medir el tiempo de protrombina (TP) y el tiempo de tromboplastina parcial activado (TTPa). El plasma se separa por centrifugación a 1 500 g durante 15 minutos, tras lo cual el plasma se transfiere a un tubo secundario de plástico libre de aditivos utilizando una pipeta de plástico desechable.
Lo ideal es analizar el plasma durante la primera hora después de la separación. Sin embargo, muchas muestras para pruebas de coagulación se envían a laboratorios de referencia para su análisis, y se recomienda el cumplimiento de las pautas específicas de laboratorio relativas a la conservación de muestras.
La congelación de la sangre entera causa lisis celular y hemólisis macroscópica, que interfieren con la prueba; debe evitarse la congelación de la sangre completa (durante la conservación o el transporte de la muestra).
Preparación de muestras para análisis de líquidos en animales
Los anticoagulantes presentes en el plasma pueden dar lugar a un aumento o disminución de los valores analíticos (p. ej., las muestras contaminadas con EDTA potasio tienen concentraciones de potasio artificialmente elevadas y concentraciones de calcio disminuidas); por tanto, por defecto, se debe enviar suero.
Sin embargo, en algunos casos, el plasma heparinizado puede ser aceptable o, posiblemente, necesario. Se recomienda consultar con el laboratorio antes de recoger la muestra para cualquier prueba o especie no rutinaria.
Dado que la lipemia puede interferir con una serie de pruebas químicas en perros y gatos, es aconsejable retirar el alimento durante 12 horas antes de que se recojan las muestras, a menos que exista una posible contraindicación médica, como en el caso de pacientes pediátricos o de razas de perros miniatura.
Para las muestras de suero, la sangre se debe extraer en un tubo de suero (tapón rojo) o en un tubo separador de suero (tapón con patrón de manchas de color). La muestra debe mantenerse a temperatura ambiente durante 20-30 minutos para permitir la formación y retracción completa del coágulo. La formación incompleta del coágulo puede hacer que el suero gelifique, debido a la formación latente de fibrina.
El coágulo debe separarse del vidrio bordeando suavemente las paredes del tubo con un aplicador para soltar el coágulo. La muestra debe centrifugarse a velocidad moderada (~450 rpm) durante 10 minutos.
Si la muestra se ha recogido en un tubo separador de suero, la centrifugación provocará que se aloje una capa de gel de polímero entre las células concentradas y el suero. La capa de gel debe inspeccionarse para garantizar la integridad de la barrera, y se recomienda repetir la centrifugación si existe una grieta visible en esta capa.
Si se ha utilizado un tubo de suero (tapón rojo), hay que sacar el suero y transferirlo a un tubo limpio para minimizar los artefactos (p. ej., la glucólisis en el componente celular de la muestra de sangre puede provocar una disminución artificial de la concentración de glucosa). El suero se debe refrigerar o congelar hasta el momento del análisis. Los retrasos en el análisis pueden afectar negativamente a los resultados de varios analitos.
La manipulación brusca de la muestra o la separación incompleta de los eritrocitos del suero puede provocar hemólisis, lo que puede interferir en algunas pruebas. Para los paneles de bioquímica se suelen preferir 0,5 mL de suero, aunque los requisitos mínimos de laboratorio pueden variar y deben consultarse para volúmenes de suero <0,5 mL.
Preparación de muestras de animales para análisis de orina
Las muestras de orina deben etiquetarse claramente con el tipo de muestra porque la orina y el suero pueden ser claramente indistinguibles.
Para la interpretación de los hallazgos puede ser útil observar el método a través del cual se obtuvo la orina (captura libre, cateterización, cistocentesis, etc.); por ejemplo, las muestras recogidas por captura libre pueden tener contaminantes bacterianos de los genitales externos y el perineo, y las muestras cateterizadas a menudo tienen un mayor número de células epiteliales o uroteliales de transición debido a la exfoliación mecánica por la introducción del catéter.
Los recipientes transparentes para muestras pueden facilitar el examen macroscópico de la orina. Sin embargo, si la orina no se evalúa dentro de los 30 minutos posteriores a la recogida, se debe tener cuidado para protegerla de la exposición a la luz ultravioleta, que causa la degradación de los componentes de la orina, incluida la bilirrubina.
Las tapas deben estar bien aseguradas para evitar fugas, evaporación o volatilización de cuerpos cetónicos (si están presentes). Los recipientes no deben reutilizarse porque las trazas de detergente pueden interferir con el análisis químico y los contaminantes bacterianos pueden proliferar durante la conservación y tránsito de las muestras.
La orina debe conservarse y transportarse refrigerada, aunque hay que tener en cuenta que pueden producirse precipitaciones de cristales. La orina es un medio cáustico que causa una rápida degradación de los elementos formados, incluidas las células.
Si se sospecha una enfermedad del tracto urinario reflejada por el examen del sedimento (p. ej., inflamación, infección, proceso proliferativo que implica una neoplasia), se deben enviar frotis citológicos preparados a partir de sedimento de orina fresca junto con la muestra de orina. Los frotis citológicos se secan al aire y se preparan como se describe en la sección Muestras para evaluación citológica.
Al igual que con otras muestras de líquido, los requisitos de volumen se aplican a las muestras para análisis de orina. El volumen preferido suele ser de 5-6 mL, aunque se pueden aceptar volúmenes menores, según el laboratorio.
Preparación de muestras de animales para pruebas serológicas
Las pruebas serológicas suelen necesitar suero, pero el plasma resulta con frecuencia satisfactorio. Las muestras deben recogerse de la misma forma que la descrita para los análisis bioquímicos de suero y siempre han de estar libres de hemólisis.
En algunos casos, para poder establecer un diagnóstico correcto, pueden necesitarse muestras pareadas. La muestra de fase aguda debe recogerse de forma precoz en el curso de la enfermedad y congelarse. La muestra de convalecencia se ha de recoger 10-14 días después, y ambas muestras deben enviarse al laboratorio al mismo tiempo.
Preparación de muestras de animales para evaluación citológica
Para los efectos de masa superficial, el muestreo con aguja fina (es decir, la técnica de aspiración o extracción de muestras tipo "pájaro carpintero") suele tener mayor rendimiento diagnóstico y es más representativo de la lesión primaria que las muestras obtenidas por impresión de la superficie. Los frotis por impresión son propensos a contaminarse con desechos y microbiota de la piel o el entorno, o pueden representar solo una inflamación o infección secundaria.
El material aspirado debe extenderse en una monocapa (es decir, aproximadamente la mitad de las células se tocan pero no se superponen) después de la aplicación al portaobjetos (consúltense las imágenes de linfocito y célula mesenquimatosa).
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
El método de extensión preferido implica una impresión suave horizontal usando un segundo portaobjetos que se coloca encima del material después de que se haya depositado en el portaobjetos inferior (consúltese medio de montaje mejorado para portaobjetos). Esta técnica es superior a la técnica de separación vertical (consúltese método de deslizamiento en portaobjetos).
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
La excesiva densidad de las muestras y la citólisis inhiben la capacidad de evaluar adecuadamente las células en las muestras citológicas (consúltese Densidad excesiva de la muestra, bajo aumento e imágenes de gran aumento; consúltese también la imagen Citólisis excesiva (lisis celular)). Solo las células intactas pueden evaluarse citológicamente porque la citólisis introduce artefactos que pueden simular malignidad, como el aumento de tamaño de los núcleos y la prominencia aumentada de los nucléolos.
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
Tanto la técnica de separación como la ausencia de cualquier esfuerzo para esparcir el material (es decir, el simple secado al aire del material biológico depositado en forma de gota) son propensas a una densidad excesiva de la muestra y citólisis, y pueden no ser diagnósticas (consúltese la imagen muestra densa sin extender).
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
Las muestras con un componente fluido se pueden esparcir de la misma manera que los frotis de sangre. Los líquidos con alta celularidad pueden extenderse directamente, y los líquidos con baja celularidad deben centrifugarse para poder concentrar las células.
Los portaobjetos deben conservarse a temperatura ambiente y protegerse del polvo, así como de la humedad excesiva y la exposición prolongada a la luz. Es importante etiquetar físicamente los portaobjetos con la identificación del paciente, así como la fuente de la muestra citológica; etiquetar solamente las cajas de portaobjetos o cartones no es fiable porque los portaobjetos pueden separarse de los contenedores o los contenedores pueden reutilizarse.
Las muestras que contienen un exceso de gel ecográfico o lubricante pueden no ser diagnósticas porque este material es microscópicamente opaco y tapa las células, además de provocar una escasa captación de tinción celular.
Otras consideraciones prácticas para la preparación de muestras citológicas incluyen siempre usar portaobjetos nuevos, evitar los cubreobjetos y la cinta de acetato y asegurarse de que el material celular se deposite hacia el centro de un solo lado del portaobjetos (consúltese muestra por ambos lados del portaobjetos).
A medida que la exploración digital de portaobjetos se vuelve más frecuente en los laboratorios de diagnóstico, no es posible que un anatomopatólogo simplemente voltee el portaobjetos en su microscopio para enfocar el material en el portaobjetos opuesto. Además, si el material de los dos lados se superpone, es posible que el efecto neto sea un material demasiado grueso para evaluarlo adecuadamente.
Por cortesía de la Dra. Rebekah Gunn-Christie.
La exposición de la sangre y de los frotis citológicos a formol o vapores de formol (incluida la proximidad a los frascos sellados de formol) interferirá con la tinción y la evaluación adecuadas, pudiendo dar lugar a una muestra no diagnóstica. Estas preparaciones en portaobjetos nunca deben enviarse al laboratorio en el mismo envase que los tejidos fijados con formol.
Los frotis sin fijar y secados al aire suelen ser apropiados para la tinción por inmunocitoquímica (ICQ); sin embargo, en algunos casos se recomienda enviar las muestras en tubos que contengan medios de transporte. Si se prevén tinciones especiales, incluida la IHQ, se debe contactar con el laboratorio antes del envío para asegurarse de que se sigue el protocolo específico del laboratorio.
Preparación de muestras de animales para análisis de líquidos
El análisis de los derrames cavitarios (peritoneal, pleural y pericárdico) y otros líquidos (p. ej., líquido sinovial, LCR) incluye la determinación del contenido de proteínas, el recuento total de eritrocitos y leucocitos y la evaluación citológica. Pueden realizarse otras pruebas dependiendo de la fuente o el aspecto (p. ej., líquido quiloso) de la efusión.
Se debe recolectar una muestra de líquido en un tubo con EDTA (tapón morado) para el análisis de rutina. Se debe recoger una segunda muestra en un tubo de suero (de tapón rojo) si se prevé un cultivo microbiológico y pruebas de sensibilidad a antimicrobianos o análisis bioquímicos. Estas muestras deben enviarse refrigeradas pero no congeladas.
La evaluación citológica sin medición de otros parámetros (p. ej., concentración de proteínas totales, recuento celular) suele ser aceptable para efectos de masa caracterizados por un componente líquido.
Las extensiones para la evaluación citológica han de prepararse a partir de una gota de líquido inmediatamente después de que se haya recolectado la muestra, para minimizar el daño celular y otros artefactos in vitro. Los portaobjetos citológicos deben etiquetarse con la identificación del paciente, la fuente y el tipo de preparación (p. ej., directo, concentrado/sedimentado) y el líquido, y después enviarse al laboratorio.
Las muestras de LCR deben recogerse en pequeños tubos con EDTA y enviarse inmediatamente con alta prioridad; el valor citológico de las muestras de LCR se degrada rápidamente y la baja celularidad hace que el examen directo del frotis sea poco satisfactorio. Si se dispone de suficiente LCR, entonces un tubo de recogida de muestra de suero (tapón rojo) puede ser útil para intentos de evaluación serología o cultivo.
Preparación de muestras de animales para citometría de flujo
La citometría de flujo puede realizarse en muestras con una composición inherentemente líquida (sangre completa, derrames cavitarios) y en aspirados de órganos (p. ej., nódulos linfáticos, médula ósea) recogidos en un medio líquido. Son necesarias las células intactas y bien conservadas para obtener resultados precisos. Por consiguiente, se suelen necesitar muestras de 48 horas o menos para garantizar la viabilidad celular.
Los volúmenes de las muestras pueden variar, según el tipo de muestra (p. ej., sangre completa frente a aspirado de órganos), y se debe consultar al laboratorio antes de la recogida de la muestra.
El laboratorio puede tener recomendaciones adicionales relativas a la recogida y envío de muestras. Por ejemplo, según los tiempos de tránsito de las muestras, puede ser aconsejable enviar las muestras a principios de semana para evitar retrasos durante el fin de semana.
Preparación de muestras para análisis genético en animales
Las pruebas basadas en la detección de características genéticas específicas van desde el análisis del cariotipo hasta la identificación de genes específicos.
Se debe contactar con el laboratorio que ofrece la prueba para determinar las especificidades de la recogida y manipulación de la muestra; las muestras requeridas varían desde pelo a piel o sangre. Muchos análisis de sangre requieren la recogida en tubos de ácido-citrato-dextrosa (tapón amarillo) y el envío durante la noche de los tubos refrigerados al laboratorio.
Las muestras de tejido para el análisis genético deben desmontarse y enviarse inmediatamente después de la recolección. Como ocurre con la mayoría de las técnicas moleculares, la recogida aséptica y la prevención de la contaminación cruzada entre las muestras es fundamental para obtener resultados fiables.
Puntos clave
La comunicación entre el clínico y el laboratorio de diagnóstico veterinario es fundamental para asegurarse de que se utilizan la prueba y la muestra adecuadas y de que los resultados se interpretan correctamente. La comunicación es particularmente crucial cuando se utiliza un laboratorio nuevo o se solicitan pruebas no rutinarias.
Las muestras deben etiquetarse claramente con un marcador impermeable en los contenedores primarios apropiados, y luego enviarse al laboratorio usando el formato de "barrera de tres capas", incluido un formulario de presentación debidamente protegido que detalle las características del caso y las solicitudes de pruebas específicas.