Exploración física
El diagnóstico y el tratamiento adecuado de las enfermedades de los reptiles requieren una sujeción adecuada y la realización de una variedad de técnicas clínicas. Aunque los principios son similares a los utilizados para los animales domésticos, hay una serie de peculiaridades específicas de los reptiles. Es posible observar animales tranquilos sin restricciones, lo que permite una evaluación del comportamiento, la locomoción y trastornos neurológicos evidentes como cojera, parálisis, paresia e inclinación de la cabeza. La observación de reptiles dentro de su entorno habitual es particularmente valiosa y debe realizarse siempre que sea posible.
Las especies nerviosas o agresivas se sujetan mejor utilizando toallas, ganchos de serpiente, recipientes de plástico transparente y tubos de sujeción. Los guantes de manejo reducen considerablemente la sensación táctil del clínico, pero pueden ser necesarios cuando se trata de lagartos grandes o cocodrilos agresivos de tamaño pequeño o mediano. Cuando se trata de reptiles grandes o potencialmente peligrosos, se debe evaluar de forma rigurosa la seguridad del personal veterinario, los cuidadores del zoológico y los propietarios privados. En muchos casos, los agentes químicos pueden acelerar los procedimientos y reducir considerablemente los riesgos tanto para los reptiles como para el personal que los manipula. Dado los avances en la sedación y la anestesia de los reptiles, incluso los ejemplares más manejables pueden preferentemente sedarse o anestesiarse para procedimientos que de otra manera tomarían más tiempo y causarían estrés o malestar innecesarios. Es posible que los sedantes y los anestésicos afecten a los resultados patológicos clínicos, especialmente los hematológicos.
La decisión de examinar un reptil potencialmente peligroso debe tomarse teniendo en cuenta los requisitos legislativos y de seguridad. Ninguna testudina (tortugas de tierra y tortugas de agua) se considera legalmente peligrosa, pero varias especies (p. ej., tortugas mordedoras, Chelydra spp) tienen una mordedura feroz que las convierte en animales peligrosos. Además, la Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora (CITES) también puede tener implicaciones en los Apéndices 1 y 2 sobre reptiles empleados como mascotas. Incluso algunas especies comunes de mascotas (p. ej., la serpiente del maíz) pueden ser ilegales en algunas áreas endémicas, mientras que las serpientes venenosas nativas pueden capturarse libremente porque se consideran "alimañas" o "plagas".
Los riesgos de las zoonosis transmitidas por reptiles probablemente no son mayores que para otros grupos de animales, y la higiene personal básica después de manipular a los reptiles minimizará estos riesgos. Las principales zoonosis incluyen Salmonella, Pseudomonas, Mycobacterium, Cryptosporidium y Rickettsia spp y pentastómidos (parásitos pulmonares arácnidos). El principal riesgo para la salud pública son los reptiles portadores de Salmonella spp, y se aconseja a los clínicos que proporcionen una copia de la declaración de política y el folleto para el propietario sobre este tema elaborado por la Association of Reptilian and Amphibian Veterinarians.
Cada reptil debe pesarse con precisión; un peso exacto es importante para evitar muertes asociadas con la sobredosis de fármacos, en particular los anestésicos y los aminoglucósidos. Además, las mediciones seriadas del peso permiten valorar el crecimiento y el manejo en cautividad, la respuesta al tratamiento y la progresión o resolución de la enfermedad. Relacionar el peso corporal con la longitud y la conformación proporciona una valoración de la condición corporal. Es importante mencionar la longitud del hocico y la boca de los lagartos y especialmente de las serpientes, porque como resultado se puede calcular la posición y el crecimiento de los órganos. La condición corporal de los quelonios se basa en relacionar el peso total con la longitud del caparazón o el volumen corporal.
La transiluminación del celoma usando una fuente de luz fría puede empelarse para visualizar las estructuras internas de los lagartos pequeños y las serpientes y es particularmente útil para confirmar las sospechas de impactaciones y los cuerpos extraños. Se debe tener cuidado si se usa una fuente de luz caliente (p. ej., un foco incandescente), debido a la posibilidad de quemaduras.
La auscultación de los reptiles es difícil y con frecuencia ineficaz. Los estetoscopios electrónicos con una gasa humedecida entre el caparazón o las escamas y el diafragma del estetoscopio pueden ser útiles. La ecografía Doppler es particularmente útil para determinar la frecuencia cardiaca.
Serpientes
La cabeza de una serpiente agresiva o una serpiente con una posición desconocida debe identificarse y sujetarse antes de abrir la bolsa de transporte para sacar al animal. En general, la cabeza de la serpiente se sostiene detrás del occipucio usando el pulgar y el dedo medio para sostener las caras laterales del cráneo. El dedo índice se coloca encima de la cabeza. La otra mano se usa para sostener el cuerpo. De esta manera, la sujeción de la cabeza de la serpiente, sostiene la unión cráneo-cervical, la cual, al tener un solo occipucio, puede ser propensa a la luxación. Cuando se trata de boidos grandes, se requiere un segundo, tercer o incluso cuarto manipulador para sostener el cuerpo durante la exploración. Por lo general, es más seguro y conveniente sedar a una serpiente grande y agresiva que arriesgarse a lesionar a la serpiente, al propietario o al personal.
Las especies no venenosas se deben mantener usando una, dos o más manos, según el tamaño. Las serpientes nerviosas o agresivas se pueden inmovilizar usando tubos de plexiglás o se pueden sedar antes del examen. El clínico debe intentar medir el tono muscular, la propiocepción y la movilidad. Las serpientes con enfermedades sistémicas suelen estar flácidas, sin fuerza y menos móviles. Para valorar la función neurológica se pueden utilizar el porte de la cabeza, la postura corporal, el tono cloacal, la propiocepción, el pellizco cutáneo, la ausencia de reflejos papilares y de enderezamiento.
Todo el tegumento, especialmente la cabeza y las escamas ventrales, debe examinarse a fondo para detectar disecdisis (mala eliminación), traumatismo, parasitosis (especialmente por el ácaro de la serpiente, Ophionyssus natricis, garrapatas) y procesos infecciosos. Si está disponible, cualquier muda reciente también debe examinarse para detectar retención de escamas oculares. La presencia de crestas y carpas en la piel puede indicar caquexia o deshidratación; las garrapatas y los ácaros pueden congregarse en los pliegues cutáneos, fosas infraorbitarias, fosas nasales y bordes corneales. Las fosas infraorbitarias (cuando están presentes) y las fosas nasales deben estar libres de secreciones o piel retenida. Los ojos deben estar limpios, a menos que la ecdisis sea inminente. Las escamas que cubren los ojos deben ser suaves; cualquier arruga suele indicar la presencia de retención de estas escamas oculares. La escama ocular constituye los párpados transparentes fusionados y, por lo tanto, la córnea no suele estar expuesta. El líquido subespectacular drena a través de un conducto hacia el techo craneal del maxilar. Cuando se bloquea, la acumulación de líquido causa una tumefacción subespectacular que a menudo acaba infectándose. La lesión de la córnea subyacente puede provocar panoftalmitis e inflamación ocular. El absceso retrobulbar ocasiona la protrusión de un globo de tamaño normal. Otras patologías oculares pueden incluir uveítis, lipidosis corneal y cuerpos extraños, como astillas de madera u otros cuerpos extraños.
Revisando de craneal a caudal, se palpan la cabeza y el cuerpo en busca de tumefacciones, heridas y otras anomalías. La posición de cualquier anomalía interna, determinando la distancia desde el hocico e interpretada como un porcentaje de la longitud hocico-abertura, permite una evaluación de la posible afectación del órgano. Las serpientes recién alimentadas tienen un engrosamiento en la parte media del cuerpo asociada con la presa dentro del estómago; la manipulación de estos individuos puede conducir a regurgitación. Pueden palparse folículos preovulatorios, huevos, heces, órganos aumentados y masas. La cloaca puede examinarse utilizando un otoscopio específico o mediante palpación digital.
El examen de la cavidad bucal a menudo se deja para el final, porque muchas serpientes se resisten a esta manipulación. Sin embargo, incluso antes de que se abra la boca, la lengua debe verse entrando y saliendo de la muesca labial con regularidad. La boca se puede abrir suavemente usando una espátula de plástico o de madera para permitir una evaluación del color de la membrana mucosa y la cavidad bucal en busca de evidencia de edema mucoso, ptialismo, hemorragia, necrosis y exudados espesos. Los depósitos blancos puede indicar el exceso de ácido úrico debido a gota visceral. La cavidad bucal, incluida la laringe, debe examinarse en busca de hemorragias, cuerpos extraños, parásitos y secreciones. La respiración con la boca abierta es a menudo un indicador de disnea grave. Debe anotarse la permeabilidad de las fosas nasales internas y el estado de los dientes polifodontes.
Saurios
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Los lagartos varían considerablemente en tamaño, fuerza y temperamento; por lo tanto, se requieren diversas técnicas de manipulación. El tegus y los varanos son conocidos por sus fuertes mordeduras, mientras que otras especies, particularmente la iguana verde, son mucho más propensas a usar sus garras y cola. El principal problema cuando se manejan pequeños lagartos es sujetarlos antes de que huyan.
El lagarto debe transportarse en una bolsa de tela bien atada, de modo que se pueda identificar la posición del lagarto y asegurar al animal antes de abrir la bolsa. Si es posible, el lagarto debe observarse sin sujeción para obtener una frecuencia respiratoria inicial y para comprobar si hay problemas neurológicos. Se puede permitir que los lagartos tranquilos caminen alrededor de la mesa de exploración o en el suelo. Sin embargo, en caso de duda, el lagarto debe colocarse en un recinto de plástico grande para evitar que escape durante la observación. Los lagartos grandes se sujetan mejor con las extremidades delanteras sujetas lateralmente contra su celoma y las patas traseras sujetas lateralmente contra la base de la cola. Las extremidades nunca deben colocarse sobre la columna, ya que pueden producirse fracturas y luxaciones. Los lagartos nerviosos pueden envolverse en una toalla para facilitar la sujeción. Los lagartos más pequeños se pueden sujetar alrededor de la cintura pectoral, manteniendo las extremidades delanteras contra el celoma, aunque se debe tener cuidado de no alterar los movimientos respiratorios. Un lagarto nunca debe agarrarse por la cola, porque muchas especies pueden desprenderse de ella (autotomía) en un intento de evadir la captura.
Restringir la visión de un lagarto (p. ej., colocar una toalla sobre la cabeza) es a menudo la forma más sencilla de facilitar la manipulación y el examen. Una técnica de sujeción útil para las iguánidas o los varanos consiste en utilizar la respuesta vasovagal; una presión digital suave aplicada a ambas órbitas hace que muchos lagartos entren en un estado de estupor durante hasta 45 min (o hasta que se aplique un estímulo doloroso o ruidoso). Esta técnica permite la apertura de la boca de forma suave sin necesidad de aplicar fuerza.
El tegumento debe examinarse en busca de parásitos (esencialmente ácaros y garrapatas) y traumatismos debidos a peleas, apareamiento y quemaduras. Los lagartos tienden a mudar su piel en pedazos. Clásicamente, se produce disecdesis y retención cutánea alrededor de los dedos y la cola, causando necrosis isquémica. El pliegue extenso de la piel y la formación de bolsas pueden indicar caquexia y deshidratación.
La cabeza debe examinarse para detectar una conformación anormal. La boca se puede abrir usando una espátula roma, preferiblemente flexible, o aplicando una ligera presión sobre la papada. La cavidad bucal, incluida la laringe, debe examinarse a fondo en busca de evidencia de traumatismo, infección, neoplasia y edema, especialmente edema faríngeo. Se debe evaluar la extensión interna de cualquier abrasión en el rostro. Las fosas nasales, los ojos y las escamas timpánicas deben estar limpias y libres de secreciones. La presencia de material blanco seco alrededor de las fosas nasales de algunos lagartos iguánidos es normal, porque excretan sal a través de glándulas nasales especializadas. El rostro debe examinarse en busca de traumatismos, a menudo causados por intentos repetidos de fuga de un terrario mal diseñado o por evadir a otros animales dominantes del mismo recinto. La cabeza, el cuerpo y las extremidades deben palparse en busca de masas o tumefacciones, que pueden ser abscesos o trastornos metabólicos óseos. Los lagartos que padecen hipocalcemia grave e hiperfosfatemia pueden presentar temblores periódicos y fasciculaciones musculares. La cavidad corporal celómica de la mayoría de los lagartos puede palparse suavemente. Los alimentos y la materia fecal dentro del tracto GI, los cuerpos grasos, el hígado, los óvulos y los huevos suelen ser palpables. También pueden observarse cálculos quísticos, fecolitos, riñones agrandados, impactaciones, retención de huevos u óvulos y masas celómicas anormales.
La cloaca debe estar libre de manchas fecales y debe realizarse una exploración visual y digital rutinariamente. En las iguánidas grandes, la renomegalia puede apreciarse por palpación cloacal digital. La alta incidencia de distocia requiere la identificación del sexo durante la exploración. Muchas especies de lagartos presentan dimorfismo sexual, aunque la determinación del sexo de los juveniles puede ser difícil.
Tortugas de tierra, tortugas marinas y tortugas de agua dulce
Las tortugas de tamaño pequeño y mediano no son difíciles de manejar, aunque su fuerza y su falta de cooperación pueden dificultar la exploración. Sostener pacientemente a la tortuga con la cabeza hacia abajo ayudará a menudo a que los individuos tímidos saquen la cabeza. La colocación del pulgar y el dedo medio detrás de los cóndilos occipitales evita la retracción de la cabeza. Sin embargo, con especies más grandes, puede ser físicamente imposible evitar que un individuo fuerte se libere. En esos casos, puede ser necesaria la sedación o la anestesia. Las especies acuáticas más agresivas deben mantenerse en la parte posterior del caparazón. Algunas especies (p. ej., las tortugas mordedoras) tienen cuellos largos y una mordedura extremadamente potente, por lo que requieren gran cautela durante su manipulación. Ciertas especies también tienen bisagras funcionales en la parte frontal y/o posterior del plastrón, y se debe tener cuidado de no pillarse un dedo cuando la bisagra se cierra.
El examen de la cabeza debe incluir las fosas nasales en busca de secreciones y el pico en busca de daños y crecimiento excesivo. Los párpados deben estar abiertos y no inflamados, y los ojos deben estar claros y brillantes. Con frecuencia se pueden presentar conjuntivitis, ulcera corneal y opacidades. Las escamas timpánicas deben examinarse para detectar signos de tumefacción asociados con abscesos auditivos. La aplicación de una presión de distracción constante en el maxilar y la mandíbula puede ocasionar la apertura de la boca, permitiendo la inserción de una mordaza para evitar el cierre. Los quelonios agresivos, por lo general especies acuáticas, a menudo amenazan abriendo la boca, lo que proporciona una buena oportunidad para examinar la cavidad bucal con una mínima manipulación. La coloración de la membrana mucosa suele ser pálida; la hiperemia puede estar asociada con septicemia o toxemia. La ictericia es rara, pero puede producirse con biliverdinemia debido a una enfermedad hepática grave. Los depósitos pálidos dentro de las membranas orales pueden estar asociados a una infección o tofos de uratos relacionados con gota visceral. La laringe está situada en la parte posterior de la lengua carnosa y puede ser difícil de visualizar; sin embargo, es importante comprobar si hay inflamación y descargas glotales compatibles con una enfermedad respiratoria.
El pene y el prepucio deben estar libres de lesiones. Las especies acuáticas parecen ser más sensibles a la dermatitis micótica superficial y profunda, especialmente alrededor de la cabeza, el cuello y las extremidades. Las extremidades retraídas se pueden extender desde el caparazón de los quelonios de tamaño pequeño a mediano aplicando una tracción constante. Debido a que el espacio celómico dentro del caparazón está restringido, al forzar suavemente las extremidades posteriores hacia el interior del caparazón a menudo se produce una protrusión parcial de las extremidades anteriores y la cabeza, y viceversa. Se puede usar una cuña o una mordaza para evitar el cierre completo de una bisagra. Ningún quelonio cerrará una bisagra de su propia extremidad extendida. El tegumento debe examinarse en busca de parásitos (especialmente garrapatas y gusanos), disecdesis, traumatismos e infecciones que puedan surgir debido a los ataques de los depredadores. Los conflictos agresivos y los traumatismos por el cortejo también deben considerarse en animales que viven en grupos. Las fracturas de las extremidades son menos frecuentes en los quelonios que en otros reptiles, pero cuando ocurren, a menudo se asocian con un manejo brusco, caídas e hiperparatiroidismo nutricional secundario. Las tumefacciones subcutáneas localizadas suelen ser abscesos, pero las articulaciones o las extremidades muy tumefactas son con mayor frecuencia casos de fractura, osteomielitis o artritis (séptica o gota).
Las fosas prefemorales deben palparse con el quelonio sostenido verticalmente con la cabeza hacia arriba. Mecer suavemente al animal puede permitir la palpación de huevos, cálculos quísticos u otras masas celómicas. Debe examinarse la presencia de durezas, mala conformación, traumatismo o infección en el caparazón. Pueden presentarse caparazones blandos y escasamente mineralizados en los neonatos, pero se endurecen rápidamente, a menos que el hiperparatiroidismo nutricional secundario se deba a deficiencias dietéticas de calcio, exceso de fósforo o falta de iluminación de espectro completo. La piramidación de la cáscara parece estar más asociada con una humedad inapropiada que con desequilibrios dietéticos, pero probablemente es multifactorial. La infección del caparazón puede presentarse como debilitamiento y ablandamiento de los escudos con eritema, petequias, descargas purulentas o caseosas y mal olor.
Los prolapsos a través de la cloaca son fáciles de observar, pero es necesario determinar las estructuras implicadas. Los prolapsos pueden incluir tejido cloacal, glándula del caparazón, colon, vejiga o falo. Se recomienda la exploración interna (mediante palpación digital y un endoscopio) y el diagnóstico por imagen.
Anestesia y analgesia
Para algunos procedimientos menores (p. ej., muestreo de sangre), la sujeción física puede ser todo lo que se requiera. Esto se puede potenciar mediante técnicas de inmovilización temporal como el decúbito dorsal, la reducción de la intensidad de la luz o la presión ocular suave (respuesta vasovagal). Para procedimientos más invasivos y dolorosos, se debe utilizar sedación o anestesia general. Aunque existen considerables diferencias anatómicas, fisiológicas y farmacológicas entre los reptiles, se pueden aplicar algunas pautas generales. Por lo tanto, el siguiente contenido está destinado a ser un enfoque práctico, más que una revisión exhaustiva de la anestesia en reptiles, que se puede encontrar en otros lugares.
Evaluación y estabilización preanestésica de los reptiles
Todos los reptiles deben hospitalizarse y mantenerse dentro de su ZTOP en todo momento para minimizar los trastornos fisiológicos y facilitar la absorción y eliminación del fármaco para la recuperación. Aunque la hipotermia reducirá el movimiento, no proporciona analgesia y, por lo tanto, suele ser inaceptable como forma de proporcionar anestesia. También puede afectar drásticamente la farmacocinética de cualquier fármaco administrado y prolongar mucho la recuperación.
Se debe realizar una exploración clínica completa y pesar con precisión al animal, aunque esto puede que no sea práctico o posible en algunos casos. Se debe evaluar el estado de hidratación de todos los reptiles, especialmente si están debilitados o después de la hibernación. Para los procedimientos electivos (p. ej., la esterilización), los animales con bajo peso, deshidratados o debilitados se deben proporcionar los cuidados adecuados durante días, semanas o meses hasta que su estado mejore. Para la cirugía no selectiva, la deshidratación debe corregirse antes de la anestesia. Incluso el reptil más moribundo, con huevos, suele beneficiarse de la estabilización durante 24-48 horas antes de la cirugía. Los reptiles que no se han estabilizado antes de la cirugía pueden llegar a morir intra- o posoperatoriamente.
Aunque los fluidos orales son menos invasivos de administrar y proporcionan el método fisiológicamente más normal de rehidratación, son suficientes solo para animales levemente deshidratados y están contraindicados inmediatamente antes de la cirugía debido a los riesgos asociados con la regurgitación. Los líquidos intracelómicos son más adecuados, pero la absorción puede llevar muchas horas y su uso es problemático si se planifica la celiotomía o la celioscopia. Para los pacientes quirúrgicos deshidratados, se debe administrar fluidoterapia IV o intraósea antes, durante y después de la cirugía según sea necesario.
Los reptiles deben estar en ayunas antes de toda cirugía electiva para evitar la compresión de los pulmones asociada con las comidas copiosas y la posible regurgitación. El ayuno depende del régimen de alimentación del reptil, pero en general se debe omitir un ciclo de alimentación antes de la cirugía. La premedicación del midazolam en combinación con un opioide (p. ej., la hidromorfona) se suele recomendadar ( ver la Tabla: Analgésicos, sedantes y anestésicos usados en reptiles).
Inducción anestésica de reptiles
El propofol IV o intraóseo o la alfaxalona proporcionan un modo de inducción rápido y controlado. Son relativamente no tóxicos y hay un riesgo reducido de tromboflebitis si se inyectan perivascularmente. Esto es especialmente relevante, porque el acceso IV puede ser relativamente difícil, sobre todo en animales activos sometidos a procedimientos electivos.
Si el acceso intravenoso no es práctico o es peligroso intentarlo, se pueden utilizar fármacos administrados IM para inducir una restricción química suficiente para la intubación. Para las inyecciones intramusculares en lagartos y quelonios, se recomiendan los músculos de las extremidades anteriores, mientras que para las serpientes, se usan los músculos epaxiales. Una combinación IM de ketamina, dexmedetomidina e hidromorfona ha demostrado ser eficaz para una variedad de quelonios; pudiendo revertirse fácilmente empleando atipamezol y, si es necesario, naloxona o naltrexona. La alfaxalona también es eficaz cuando se usa en dosis más altas IM.
Los reptiles escamosos también se pueden inducir empleando anestésicos administrados mediante inhalación en una cámara de inducción, o mediante mascarilla. La inducción puede tardar de 10 a 30 minutos en los lagartos y serpientes que cooperan. La retención de la respiración es común en tortugas y cocodrilos y anula la inducción por inhalación. Se recomienda la intubación de los pacientes conscientes después del aerosol local de lidocaína, pero siempre se deben considerar los efectos adversos asociados al aumento del estrés y la liberación de catecolaminas. También existe el peligro potencial de ser mordido.
Mantenimiento de la anestesia para reptiles
El isoflurano o el sevoflurano son los agentes de elección para el mantenimiento de la anestesia. Estos agentes inhalatorios volátiles tienen modos de acción más rápidos, son más controlables y facilitan recuperaciones más rápidas que la mayoría de las alternativas. Además, su falta de dependencia del metabolismo hepático o de la excreción renal reduce el riesgo anestésico para los reptiles debilitados o aquellos con una función renal o hepática alterada.
Analgésicos, sedantes y anestésicos usados en reptiles
Fármaco | Dosis y vía | Observaciones |
|---|---|---|
Morfina | 1-5 mg/kg, IM, SC, cada 24 horas 10 mg/kg, IM, SC | Quelonios (tortugas de orejas rojas) Lagartos (dragones barbudos) No es analgésico para serpientes. Causa depresión respiratoria pronunciada en las tortugas. |
Hidromorfona | 0,5 mg/kg, IM, SC | Quelonios: parecen causar menos depresión respiratoria que la morfina |
Tramadol | 5-10 mg/kg, PO, cada 2-3 días | Quelonios (tortugas de orejas rojas); menos depresión respiratoria que la morfina |
Meloxicam | 0,1-0,4 mg/kg, IV, IM o SC, cada 24-48 horas | |
Ketamina | 10-25 mg/kg; combinado con dexmedetomidina, 0,05-0,1 mg/kg; e hidromorfona, 0,5 mg/kg, IM (o dosis del 50 %, IV) | Sedación/anestesia profunda en muchos quelonios. Revertir con atipamezol (0,5 mg/kg, IM) y, si es necesario, naloxona (0,1 mg/kg, IM) |
Midazolam | 1-2 mg/kg, IM | Premedicación |
Tiletamina/zolacepam | 3-12 mg/kg, IM | Tortugas, lagartos, serpientes. Dosis bajas útiles para facilitar la intubación. Dosis más altas asociadas con recuperaciones prolongadas. |
Propofol | 3-10 mg/kg, IV, intraóseo | Tasa de dosis baja para reptiles más grandes. Las dosis subanestésicas producen una sedación variable a corto plazo. |
Alfaxalona | 5-10 mg/kg, IV 10-20 mg/kg, IM | Efectos similares a los del propofol IV, pero dosis más eficaces IM. Los volúmenes de dosis IM mayores deben dividirse en dos o más inyecciones. |
Isoflurano | 1-5 % | Agente gaseoso rutinario; los niveles subanestésicos proporcionan sedación a corto plazo. En algunas especies es posible la intubación con mascarilla o en estado consciente (bajo sedación). |
Sevoflurano | 2-7 % | Efectos muy similares a los del isoflurano, pero la recuperación parece ser más rápida. Agente de elección para reptiles críticos o grandes. |
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
La intubación es relativamente sencilla. Los tubos o catéteres endotraqueales de pequeño calibre se insertan fácilmente en la glotis inmediatamente caudal a la lengua; pudiendo facilitarse forzando la lengua hacia arriba y hacia adelante y presionando un dedo dentro del espacio intermandibular desde debajo de la mandíbula. La glotis reptil está activamente dilatada y, por lo tanto, su movimiento a menudo se anula en los animales anestesiados; se recomienda utilizar un estilete guía porque puede ser útil para facilitar la colocación del tubo endotraqueal. La bifurcación de la tráquea puede estar muy craneal en algunos quelonios y también se ha descrito el intercambio gaseoso dentro del pulmón traqueal de algunas serpientes; se debe tener cuidado al utilizar un tubo endotraqueal corto y debe estar bien sujeto empleando cinta adhesiva.
Los reptiles no cocodrilos carecen de diafragma; los músculos intercostales esqueléticos (Squamata) o los movimientos de las extremidades (Chelonia) controlan la ventilación. La acción de estos músculos desaparece en el plano quirúrgico de la anestesia y se requiere ventilación con presión positiva intermitente. Las tasas de ventilación deben reflejar inicialmente las evaluaciones preanestésicas y luego ajustarse para mantener las lecturas de capnografía teleespiratoria de 15-25 mmHg. Los ventiladores eléctricos permiten un control preciso de las tasas y presiones de ventilación.
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
La monitorización de la anestesia en reptiles es algo diferente a la de los mamíferos. Los reflejos palpebrales y corneales son fiables en aquellas especies en las que se pueden producir (es decir, quelonios, cocodrilos, la mayoría de los lagartos, pero no las serpientes). Sin embargo, los reflejos corneales están ausentes a niveles excesivamente profundos y el diámetro pupilar puede tener poca relación con la profundidad anestésica (a menos que estén fijos y dilatados, lo que indica una profundidad anestésica excesiva o anoxia cerebral y muerte). El tono de la mandíbula y los reflejos de retirada (lengua, extremidad o cola) solo se eliminan en el plano quirúrgico de la anestesia. Esto también se correlaciona con la pérdida total del reflejo de enderezamiento, pérdida del movimiento espontáneo y relajación muscular completa.
La frecuencia cardiaca puede controlarse por auscultación o por visualización o palpación del latido cardiaco en la mayoría de las serpientes y algunos lagartos. La oximetría de pulso, que utiliza una sonda de reflectancia esofágica o cloacal, es útil para controlar la frecuencia y la potencia del pulso. Aunque las lecturas de saturación de oxígeno en sangre (SpO2) son a menudo más bajas y no se han validado para reptiles, es importante realizar la monitorización de la tendencia en SpO2. La ecografía Doppler también se puede utilizar sobre las arterias periféricas o el corazón. Las estimaciones de gases sanguíneos a menudo se ven afectadas por cortocircuitos intracardiacos o pulmonares, especialmente en especies acuáticas. Sin embargo, la capnografía teleespiratoria ha demostrado ser fiable.
Hacia el final de la cirugía, el gas anestésico debe suspenderse mientras se mantiene la ventilación durante otros 5-10 minutos para facilitar la excreción. En este punto, el oxígeno debe suspenderse en favor del aire ambiental administrado por una mascarilla con válvula de bolsa para estimular la respiración espontánea.
Soporte posoperatorio de los reptiles
Una vez que el reptil esté respirando espontáneamente, puede devolverse a una incubadora o terrario para que se recupere por completo. La monitorización continua es esencial hasta que los reflejos enderezados vuelvan y el animal pueda caminar. Se debe proporcionar analgesia adicional, fluidos y apoyo nutricional según esté indicado.
Técnicas de diagnóstico
Radiología de los reptiles
Diversas diferencias anatómicas pueden dificultar la obtención de radiografías de calidad en reptiles. El tamaño relativamente pequeño de la mayoría de los reptiles de compañía y la falta de grasa corporal difusa a menudo producen imágenes de poco contraste. Las escamas gruesas y muy queratinizadas, los osteodermos o las conchas pueden dificultar considerablemente el haz de rayos X, lo que requiere una mayor potencia y la consiguiente pérdida de los detalles finos de los tejidos blandos.
A pesar de estas dificultades, la mayoría de las unidades digitales de alta capacidad pueden configurarse para producir radiografías de calidad de reptiles. Las combinaciones de pantalla/película muy detalladas (p. ej., la película de mamografía) o las unidades de radiografía dental a menudo proporcionan una mejor resolución, lo que puede ser especialmente útil cuando se trata de muestras pequeñas o áreas concretas. Se pueden utilizar varios agentes para mejorar el contraste. El sulfato de bario (30 %) puede usarse para estudios gastrointestinales. Los compuestos de yodo hidrosolubles, como el iohexol, se pueden utilizar para técnicas gastrointestinales, urogenitales e IV. La inyección de aire en el celoma de un lagarto puede mejorar la apreciación de los folículos preovulatorios.
Serpientes
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Las serpientes pueden ser difíciles de colocar y sujetar para exámenes radiográficos a menos que estén anestesiadas. Si el propósito del examen es simplemente excluir cuerpos extraños radiodensos o huevos, se puede permitir que la serpiente se enrosque en su posición natural. Si se pretende realizar un examen detallado de los sistemas esquelético, respiratorio y digestivo, la serpiente debe extenderse y suele requerirse anestesia. Se puede utilizar un tubo de sujeción de plástico para la sujeción física; sin embargo, esto puede producir algún artefacto radiográfico. En las serpientes más grandes, se necesitarán múltiples radiografías para radiografiar toda la longitud del cuerpo. Las proyecciones laterales se toman mejor usando rayos horizontales para evitar el artefacto de desplazamiento de las vísceras. Sin embargo, las radiografías laterales estándares con la serpiente sujeta en decúbito lateral pueden ser útiles, especialmente cuando las radiografías horizontales no son posibles o no se pueden realizar de forma segura. La interpretación de las proyecciones dorsoventrales se ve obstaculizada por la columna vertebral y las costillas, pero puede ser útil cuando se trata de lesiones obvias, como huevos y masas mineralizadas.
Saurios
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Los lagartos pequeños a menudo se pueden sujetar con cinta adhesiva al casete radiográfico o a la mesa para obtener una vista dorsoventral. Colocar bolas de algodón sobre los ojos y envolverlos con cinta autoadhesiva a menudo facilita que el lagarto esté tranquilo e inmóvil. Una vista dorsoventral puede ayudar a identificar cuerpos extraños, impactación intestinal, huevos u otras masas celómicas. Un haz de rayos X horizontal proporciona la mejor imagen lateral en los lagartos, especialmente cuando se evalúa el aparato respiratorio. El posicionamiento para esta vista implica rotar el tubo de rayos X 90° y colocar el casete verticalmente detrás del lagarto. La elevación del cuerpo del lagarto sobre toallas enrolladas o almohadillas de gomaespuma, o el vendaje de las extremidades delanteras en sentido craneal y las extremidades pélvicas en sentido caudal, ayuda a prevenir la superposición de las extremidades con la cavidad celómica. La posición y la interpretación de las radiografías de cocodrilos son similares a las utilizadas para los lagartos.
Quelonios
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Para las radiografías dorsoventrales de haz vertical, la mayoría de los animales conscientes permanecerán inmóviles el tiempo suficiente para permitir la exposición. Idealmente, la cabeza y las extremidades deben extenderse desde el caparazón para reducir la superposición de la musculatura de la extremidad sobre las vísceras celómicas. Los animales más activos pueden inmovilizarse pegándolos al casete o colocándolos en un recipiente radiotransparente, aunque esto debe evitarse con animales más pequeños (y exposiciones más bajas), porque pueden aparecer artefactos materiales. Para las radiografías de haz horizontal lateral, el quelonio se coloca mejor sobre un pedestal central de plastrón para estimular la extensión de las extremidades y la cabeza mientras la tortuga permanece inmóvil. Las proyecciones laterales izquierda y derecha deben tomarse con el borde lateral del caparazón pegado (o tan cerca como sea posible) al casete. La tercera proyección celómica básica es la horizontal craneocaudal (o anteroposterior). El quelonio se coloca sobre un pedestal central de plastrón, con el borde caudal del caparazón pegado (o tan cerca como sea posible) al casete; la cabeza debe mirar hacia el tubo de rayos X y el haz debe centrarse en la línea media del borde craneal del caparazón.
La radiología de la cabeza y las extremidades requiere extensión y a menudo anestesia general. El uso de sacos de arena, espuma y cinta adhesiva ayuda al posicionamiento. La interpretación estándar requiere que se realicen proyecciones tanto laterales como dorsoventrales; incluso una ligera rotación dificulta la interpretación.
Ecografía en reptiles
La ecografía, una técnica útil y a menudo subestimada, ha ganado popularidad como técnica diagnóstica para reptiles. Es particularmente útil para examinar el parénquima tisular, guiar la aspiración tisular y, con el Doppler de flujo en color, investigar patologías cardiacas. Dada la variabilidad en el tamaño, se requiere una variedad de sondas. Las ondas de ultrasonido no pueden penetrar a través del tejido mineralizado o del aire y, por lo tanto, la ecografía tiene limitaciones obvias para investigar enfermedades respiratorias y GI.
Las especies gigantes requieren una sonda de 5 MHz, mientras que una sonda de 7,5 o 12 MHz será suficiente para la mayoría de los reptiles. Cuando se examinan ejemplares muy pequeños (o para la ecografía de los ojos), la sonda de 20 MHz es más apropiada. El adecuado contacto y la obtención de imágenes suelen requerir cantidades copiosas de gel o un baño de agua. Es útil mantener al animal en una posición esternal o, en su defecto, al menos apreciar las complicaciones asociadas con el desplazamiento de órganos durante el decúbito dorsal o lateral. La ecografía puede ser un complemento útil de la radiografía, especialmente para valorar el tracto reproductivo (evaluando la actividad ovárica y distinguiendo entre estasis previa y posovulatoria del huevo), hígado y vesícula biliar, aparato urinario, masas de tejidos blandos y corazón. La ecografía se ha utilizado para guiar la biopsia hepática, aunque debido a los traumatismos iatrogénicos graves descritos en serpientes y lagartos, no está recomendada.
TC y RM en reptiles
La TC ofrece excelentes imágenes detalladas de alta resolución con mayor diferenciación de los tejidos blandos que la radiografía simple. Por consiguiente, la TC se ha convertido en la técnica de imagen de elección para muchas enfermedades. Se recomiendan imágenes previas y posteriores al contraste empleando tejidos blandos y algoritmos óseos. Las máquinas modernas son capaces de reducir los tiempos de exploración, de modo que la sujeción física o la sedación son suficientes. La RM, incluso con imanes de alta potencia (3-7 T), suele requerir tiempos de exploración mucho más largos y, por lo tanto, anestesia general. La resolución espacial es a menudo menor que la de la TC, pero la diferenciación de los tejidos blandos es mayor, y la RM es particularmente preferible para las evaluaciones del SNC.
Endoscopia en reptiles
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
La endoscopia ha demostrado ser muy útil en la medicina de los reptiles y, dada la naturaleza pequeña y delicada de muchas especies, es probable que continúe el desarrollo de técnicas mínimamente invasivas. Los endoscopios flexibles son útiles para la endoscopia respiratoria en serpientes o la endoscopia GI en muchas especies. La principal desventaja del endoscopio flexible de fibra óptica es la peor calidad de imagen que la obtenida con endoscopios rígidos de diámetro similar o videoscopios. Sin embargo, el desarrollo continuo de videoscopios más pequeños parece redefinir la endoscopia flexible en reptiles. El tamaño compacto del cuerpo de la mayoría de los reptiles domésticos, junto con su diseño de cuerpo celómico, hace que la endoscopia rígida sea útil en muchas situaciones clínicas. Aunque el equipo debe adaptarse al tamaño del reptil, en general el telescopio de 1,9 mm y 2,7 mm y los sistemas de recubrimiento funcionan bien para la mayoría de las especies de mascotas, permitiendo la insuflación de gas, la irrigación de líquidos y la capacidad de biopsia.
La insuflación es esencial para proporcionar la distancia necesaria entre la lente y el órgano para la visualización. Para la endoscopia GI, se usa aire y/o solución salina; para la celioscopia, es preferible el uso de CO2 médico o solución salina. Las presiones celómicas rara vez necesitan ser >5 mmHg. Cuando se realiza una endoscopia en neonatos pequeños o dentro de una víscera hueca (p. ej., vejiga, oviducto, cloaca, estómago), la irrigación con solución salina estéril caliente a menudo proporciona una mejor claridad que la insuflación de gas.
Se recomienda anestesia general para todos los procedimientos endoscópicos. Ciertos exámenes (p. ej., la cavidad bucal y la cloaca) pueden ser posibles en un animal consciente o sedado usando una mordaza u otra sujeción apropiada, pero se prefiere la inmovilización completa para evitar el riesgo de daño al paciente, al personal o al equipo. La anestesia es obligatoria para la celioscopia.
Recolección de sangre en reptiles
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
La venopunción suele ser una técnica a ciegas en reptiles. Se pueden recoger de forma segura hasta 0,5 mL/100 g de reptiles sanos, menos en animales debilitados. Hay una relativa falta de datos hematológicos o bioquímicos para la mayoría de los reptiles. Además, los valores sanguíneos pueden variar drásticamente según la especie, el medio ambiente, la nutrición, la edad, el sexo/estado reproductivo y la hibernación. Dada esta variabilidad y que la mayoría de los rangos de referencia no cumplen con los requisitos de la American Society of Veterinary Clinical Pathologists, los valores publicados pueden tener un valor limitado. Se debe confiar más en establecer el rango observado de un individuo y usar muestras seriadas para controlar el progreso de los cambios hematológicos y bioquímicos. El uso de un cortauñas para obtener sangre puede producir contaminación fecal o de uratos, aumento de las enzimas tisulares y cambios en el hemograma y electrolitos debido a la naturaleza periférica de la muestra y al artefacto aplastante de la recogida. Más preocupantes son las cuestiones éticas y de bienestar asociadas al uso del cortauñas, que no se pueden tolerar.
Los dos sitios comunes para la punción venosa en las serpientes son la vena caudal (zona ventral de la cola) y, menos preferentemente, el corazón. La vena caudal se accede caudalmente a la cloaca, entre el 25 % y el 50 % en dirección bajo la cola, evitando los hemipenes apareados de los machos. En los lagartos, el vaso clínicamente más útil es la misma vena caudal (zona ventral de la cola), a la que se accede mejor 20-80 % por debajo de la cola. Los vasos clínicamente más útiles en testudinos parecen ser las yugulares, porque el seno subcarapacial y las venas braquial, femoral y coccígea son más propensas a la contaminación del líquido linfático o cerebroespinal.
Necropsia en reptiles
Siempre que sea posible, debe realizarse una necropsia detallada, ya que a menudo proporciona un diagnóstico definitivo. Cuando se trata de un brote de enfermedad en una población, la eutanasia selectiva y la necropsia de uno o más individuos afectados suelen ser los medios de diagnóstico más eficaces y rentables. Las necropsias recientes pueden proporcionar biopsias de órganos, sangre y otros líquidos corporales para el examen de laboratorio. No obstante, la presentación de muestras microbiológicas, especialmente bacteriológicas, de reptiles que han muerto y permanecieron dentro de un recinto calentado debe interpretarse con cautela.
Cirugía
En general, la intervención quirúrgica en un paciente reptil debe abordarse con los mismos principios que se utilizan para los animales domésticos. Sin embargo, existen algunas consideraciones anatómicas específicas, así como aspectos únicos de la preparación, la colocación y el equipo del paciente. A continuación se presenta solo una exposición básica, y consultar otras fuentes sobre anatomía, fisiología, cría, anestesia y cirugía de los reptiles, así como la literatura sobre cirugía de animales domésticos, es esencial antes de realizar una cirugía en cualquier reptil.
Para las especies verdaderamente gigantes, como las tortugas gigantes, se recomienda el uso de instrumentos más fuertes de animales grandes. Para los reptiles que pesan 5-50 kg, la mayoría de los instrumentos utilizados para animales pequeños son apropiados. Sin embargo, la mayoría de los reptiles de compañía pesan <1 kg y a menudo se requieren instrumentos de microcirugía. Estos instrumentos no son versiones miniaturizadas de instrumentos estándar, sino instrumentos calibrados con puntas finas y pequeñas. Dado que los microinstrumentos pueden ser costosos, los instrumentos oftalmológicos pueden ser una alternativa útil. Los retractores de plástico autorretenedores pueden ajustarse para adaptarse a diferentes tamaños de incisiones y no comprometer la ventilación. También se pueden usar versiones más pequeñas de retractores abdominales estándar, pero son significativamente más pesadas. Los retractores palpebrales pueden ser útiles para retraer las incisiones celómicas en pequeños lagartos y serpientes. Las resinas epoxi o los acrílicos veterinarios de baja temperatura se usan para muchos cierres de plastrones y reparaciones de conchas.
Se recomiendan materiales de sutura de rápida absorción (p. ej., poliglecaprona 25) para procedimientos internos de tejidos blandos. Para una mayor durabilidad interna, se prefieren la polidioxanona o el nailon. La poliglecaprona, el nailon monofilamento y la polidioxanona son los preferidos para la sutura cutánea, aunque el alambre puede ser necesario para las tortugas gigantes, los cocodrilos y los lagartos.
La mayoría de las mascotas reptiles pesan <1 kg, por lo que algún grado de aumento es ventajoso. Las lupas quirúrgicas montadas en la diadema o en el armazón (aumento de ×2-4) con una fuente de luz halógena o de xenón son asequibles, versátiles, cómodas y fáciles de usar. Durante la operación, las lentes microscópicas pueden proporcionar aumentos con sistemas de endoscopia rígidos seleccionados.
Un reptil sano por lo general puede tolerar una pérdida de sangre de 0,4-0,8 mL/100 g de peso corporal. Los reptiles que necesitan cirugía a menudo están afectados, y las muestras de sangre para diagnóstico pueden haberse recogido antes de la cirugía. Por lo tanto, la cantidad de sangre que un reptil puede permitirse perder durante la cirugía puede ser considerablemente menor. Se debe considerar cuidadosamente la posibilidad de minimizar la hemorragia usando tiras de algodón o aplicadores, grapas vasculares, y radiocirugía o un láser.
La posición del paciente dependerá de la especie y la naturaleza de la cirugía. Hay que asegurar que la posición de la cabeza y el cuello no interfiera en la ventilación; evitar la compresión excesiva de la cabeza, las extremidades o el celoma para prevenir la necrosis por presión, la rotura visceral o la hipoventilación de los pulmones; evitar la hiperextensión o hiperflexión extrema y prolongada de cualquier articulación; y asegurar que el campo quirúrgico sea fácilmente accesible y que no requiera una posición del cirujano que produzca fatiga. Se pueden usar bolsas de arena, bolsas de frijoles, soportes de espuma y cintas adhesivas para mantener la posición del paciente. Operar en una posición sentada con los brazos descansando sobre una superficie acolchada aporta un mayor control con menos fatiga.
Cuando se hace una incisión en la piel del reptil, tiende a invertirse. Por lo tanto, se recomienda la eversión de los patrones de sutura (p. ej., colchón horizontal) para asegurar la oposición de la piel sin una futura disecdisis. Los materiales de sutura cutáneos deben ser monofilamentosos. La sutura con alambre puede ser necesaria para las reparaciones que afecten el caparazón o la piel densamente queratinizada que tienen los osteodermos. También se han recomendado las grapas, porque causan una leve eversión. Dado el tiempo que tardan en cicatrizar las heridas de los reptiles, las suturas no deben retirarse hasta 6-8 semanas después de la cirugía.
Los principales factores que se han de considerar en el posoperatorio son la analgesia y la vigilancia continua de la hidratación, la temperatura, la nutrición y la higiene. Se ha demostrado que los reptiles experimentan respuestas de dolor moduladas por opioides. El dolor retrasa el proceso de curación y deprime la función normal del sistema inmunitario en los mamíferos, y no hay evidencia que sugiera que este proceso no sería similar en los reptiles. Clínicamente, los reptiles que reciben analgésicos parecen recuperarse mejor que los que no los reciben. La continuación de la analgesia preventiva con opioides y/o AINE debe ser una parte rutinaria del cuidado posoperatorio.
Cortesía del Dr. Stephen Divers.
Pocos fármacos están aprobados por la FDA para su uso en reptiles. Los fármacos pueden administrarse por diversas vías, como la vía oral, subcutánea, intravenosa, intracardiaca, intracelómica, intraósea, intrasinovial o intratraqueal. Ciertos fármacos pueden aplicarse tópicamente, administrados por cloaca, por inhalación (nebulización) o por administración intralesional directa. Dado que los reptiles son ectotermos, las temperaturas fuera de la ZTOP pueden tener profundas influencias sobre la distribución del fármaco, el metabolismo, la excreción y la semivida de eliminación. Algunas pautas terapéuticas establecen una temperatura fija a la que se debe mantener al reptil durante el tratamiento. Si existen datos farmacocinéticos sobre el fármaco, la eliminación del fármaco será conocida y constante. Sin embargo, si esta temperatura establecida está por debajo o por encima de la ZTOP para las especies tratadas, puede producirse estrés y debilitamiento. Incluso cuando la temperatura terapéutica indicada está dentro de la ZTOP para las especies tratadas, es probable que la exposición constante a una temperatura fija sea estresante.
Los reptiles tienen un sistema porta renal bien desarrollado; la sangre de la mitad caudal del cuerpo pasa a través de los riñones antes de alcanzar la circulación venosa sistémica. Los fármacos inyectados en la mitad caudal del cuerpo pueden tener una semivida reducida si se excretan por vía tubular. Sin embargo, los estudios han demostrado que es improbable que estos efectos sean clínicamente significativos. Una posible preocupación es la inyección caudal de fármacos nefrotóxicos que pueden alcanzar el tejido renal en concentraciones elevadas. Un efecto hepático de primer paso también puede afectar a los fármacos inyectados en el cuerpo caudal. Por consiguiente, todos los fármacos deben inyectarse en el cuerpo craneal. El caparazón de las tortugas terrestres y acuáticas es tejido vivo; por lo tanto, todas las dosis de quelonios deberían basarse en el peso corporal total.
Dosificación de los fármacos y escala alométrica
Se han publicado numerosos estudios farmacocinéticos para reptiles, y estos deben considerarse la fuente más fiable de información sobre las dosis de fármacos. Cuando no se dispone de información específica de la especie, es posible extrapolar a partir de especies estrechamente relacionadas. Si no hay datos farmacocinéticos o experiencia clínica fiable para una especie en particular, puede ser necesario extrapolar los datos farmacocinéticos de otros animales. La escala alométrica calcula la dosis del fármaco y la frecuencia de dosificación utilizando la tasa metabólica en lugar del peso corporal. Las ecuaciones alométricas básicas se muestran a continuación, en las que W = peso corporal (kg) y K = constante de energía, que es 10 para la mayoría de los reptiles. Estas ecuaciones pueden usarse para calcular una dosis y una frecuencia de dosis para una especie para la cual no hay datos disponibles, usando datos farmacocinéticos de una especie conocida (control), ya sea otro reptil, mamífero o ave:
Coste mínimo de energía = K (W0,75)
Coste energético mínimo específico = K (W-0,25)
Antimicrobianos
Muchas infecciones bacterianas en reptiles están causadas por bacterias gramnegativas, particularmente Pseudomonas, Aeromonas, Citrobacter, Klebsiella y Proteo spp. Se observa resistencia bacteriana a muchos antibacterianos de uso frecuente (incluido el enrofloxacino), y muchas bacterias gramnegativas pueden tener una sensibilidad inesperada a determinados antibacterianos; por lo tanto, se deben tomar muestras para tinción de Gram, citología, cultivo y pruebas de sensibilidad antes de iniciar el tratamiento. La terapia antibacteriana por lo general debe administrarse mientras se esperan los resultados de las pruebas de sensibilidad bacteriana. En estas circunstancias, y de acuerdo con las recomendaciones de administración antimicrobiana, las sulfamidas potenciadas, las tetraciclinas y los aminoglucósidos se consideran fármacos de primera línea ( ver la Tabla: Fármacos antimicrobianos usados en reptiles). Los fármacos de segunda línea (como las cefalosporinas de tercera generación y las fluoroquinolonas) deben reservarse para los casos de resistencia demostrable a los fármacos de primera línea. La penicilina, el metronidazol, la lincomicina o la clindamicina pueden usarse para las infecciones anaeróbicas.
Fármacos antimicrobianos usados en reptiles
Fármaco | Dosificación | Observaciones |
|---|---|---|
Aciclovir | 80 mg/kg cada 8 h o 240 mg/kg/día, PO; crema tópica cada 12 h | Antiviral |
Amikacina | Serpiente del maíz: dosis de carga de 1,7 mg/kg, IM, seguida de 26 mcg/kg/h vía bomba osmótica de infusión Serpiente topera: dosis inicial de 5 mg/kg, IM, luego 2,5 mg/kg, IM, cada 3 días Tortuga de la Florida: 5 mg/kg, IM, en días alternos Caimán americano (juvenil): 2,25 mg/kg, IM, cada 3-4 días Pitón bola: 3,5 mg/kg, IM, cada 4-5 días 50 mg/10 mL de solución salina × 30 min de nebulización dos veces al día | Mantener la hidratación |
Anfotericina B | 0,5-1 mg/kg, intracelómico, IV, 1-3 días durante 14-28 días | Aspergilosis; se recomienda fluidoterapia |
Tortuga: 0,1 mg/kg/día, intrapulmonar, durante 28 días 5 mg/150 mL de solución salina durante 1 hora de nebulización, 2 veces al día durante 7 días | Candidiasis pulmonar | |
Ampicilina | La mayoría de las especies: 10-20 mg/kg, SC, IM, 2 veces al día Tortugas: 50 mg/kg, IM, dos veces al día | |
Azitromicina | Pitón bola: 10 mg/kg, PO, cada 3-7 días (3 días para infecciones cutáneas, 5 días para el tracto respiratorio, 7 días para hígado y riñones) | |
Carbenicilina | 200-400 mg/kg/día, IM | |
Ceftazidima | 20-40 mg/kg, SC, IM, IV, cada 2-3 días | |
Ceftiofur | Tortugas: 2,2-4 mg/kg/día, IM Serpientes: 2,2 mg/kg, IM, en días alternos Lagartos: 5 mg/kg/día, IM, SC | |
Cefuroxima | 100 mg/kg/día, IM, durante 10 días a 30 °C | |
Cloranfenicol | Índigo, rata, serpientes reales: 50 mg/kg, SC, dos veces al día | |
Boidos, mocasines: 50 mg/kg/día, SC Serpiente de cascabel: 50 mg/kg, SC, cada 2 días Culebras acuáticas de vientre rojo: 50 mg/kg, SC, cada 3 días | ||
La mayoría de las especies: 20-40 mg/kg, IM, todos los días | ||
Ciprofloxacino | La mayoría de las especies: 10 mg/kg, PO, en días alternos Pitones: 11 mg/kg, PO, cada 2-3 días | |
Claritromicina | Tortuga del desierto: 15 mg/kg, PO, cada 2-3 días | Mycoplasma |
Clindamicina | 5 mg/kg, PO, dos veces al día | |
Clotrimazol | Tópica | Dermatitis fúngica |
Doxiciclina | La mayoría de las especies: 5-10 mg/kg/día, PO Tortugas de Hermann: 50 mg/kg, IM, luego 25 mg/ kg, cada 3 días | |
Enrofloxacino | La mayoría de las especies: 5-10 mg/kg/día, IM, PO | La inyección IM causa necrosis y, después de una sola inyección, se requiere tratamiento oral. |
Enjuague nasal 50 mg/250 mL de agua estéril; 1-3 mL/intranasales diariamente o cada dos días | ||
Pitón birmana (joven): 10 mg/kg, IM, dosis inicial, luego 5 mg/kg, IM, cada 48 horas. Pseudomonas: 10 mg/kg, IM, cada 48 horas | La inyección IM probablemente causa necrosis y se debe considerar la administración de una sola inyección seguida de una administración oral. | |
Tortuga de Hermann: 10 mg/kg/día, IM | La inyección IM probablemente causa necrosis y se debe considerar la administración de una sola inyección seguida de una administración oral. | |
Varanos: 10 mg/kg, IM, cada 5 días | ||
Tortuga estrella de la India: 5 mg/kg, IM, una o dos veces al día | La inyección IM probablemente causa necrosis y se debe considerar la administración de una sola inyección seguida de una administración oral. | |
Cocodrilos: 5 mg/kg, IV, cada 2-3 días | ||
Fluconazol | Lagartos: 5 mg/kg/día, PO Tortugas marinas: 21 mg/kg, SC, una vez; luego 10 mg/kg, SC, 5 días después | |
Tortugas marinas: 21 mg/kg, SC, una vez; luego 10 mg/kg, SC, 5 días después | ||
Gentamicina | Caimán americano: 1,75 mg/kg, IM, cada 3-4 días a 22 °C | Mantener la hidratación, se ha descrito nefrotoxicidad |
Tortuga pintada: 10 mg/kg, IM, en días alternos a 26 °C | Mantener la hidratación, se ha descrito nefrotoxicidad | |
Tortugas de orejas rojas: 6 mg/kg, IM, cada 25 días | Mantener la hidratación, se ha descrito nefrotoxicidad | |
Serpiente topera: 2,5 mg/kg, IM, cada 3 días a 24 °C | Mantener la hidratación, se ha descrito nefrotoxicidad | |
Itraconazol | Camaleones: 5-10 mg/kg, PO, cada 1-2 días | Dermatitis fúngica |
Lagartos espinosos: 23,5 mg/kg/día, PO, durante 3 días, con concentración persistente del fármaco durante 6 días | ||
Serpientes: 10 mg/kg/día, PO | ||
Tortugas marinas: 5 mg/kg/día, PO o 15 mg/kg, PO, cada 72 h | ||
Ketoconazol | Cocodrilos: 50 mg/kg/día, PO | |
La mayoría de las especies: 15-30 mg/kg/día, PO, durante 14-28 días | ||
Lincomicina | 10 mg/kg/día, PO, 5 mg/kg, IM, una o dos veces al día | |
Marbofloxacino | Pitón bola: 10 mg/kg, PO, cada 48 horas | |
Metronidazol | Infecciones bacterianas, 20-50 mg/kg, PO, cada 1-2 días | La dosis máxima para la serpiente tricolor, la serpiente real, la serpiente índigo o la serpiente de cascabel de Uracoa es de 40 mg/kg |
Neomicina | 10 mg/kg/día, PO | Oral solamente, no administrar sistémicamente |
Nistatina | Presencia fúngica entérica en tortugas: 100 000 U/kg/día, PO, durante 10 días | |
Oxitetraciclina | La mayoría de las especies: 5-10 mg/kg/día, IM, PO | Dolor, irritación e inflamación en el lugar de la inyección |
Caimán americano: 10 mg/kg, IV, IM, cada 4-5 días | Micoplasmosis | |
Piperacilina | 50-100 mg/kg, IM, cada 12 días | Se recomienda fluidoterapia |
Polimixina B | Tópica | Abrasiones, heridas |
Sulfametoxidiazina | 80 mg/kg, SC, IM, luego 40 mg/kg/día, durante 5-7 días | Infecciones por coccidios |
Tobramicina | Quelonios: 10 mg/kg, IM, cada 1-2 días Mayoría de especies: 2,5 mg/kg, IM, cada 1-3 días | Potencialmente nefrotóxico, se recomienda fluidoterapia |
Trimetoprima-sulfa | 30 mg/kg/día, PO, IM, IV | |
Tilosina | 5 mg/kg/día, IM | Micoplasmosis |
Voriconazol | 10 mg/kg, PO |
Las infecciones por hongos y levaduras se suelen dar en los reptiles. Las micosis gastrointestinales y cutáneas son particularmente frecuentes a largo plazo en reptiles mantenidos con antibacterianos de amplio espectro usados de forma inapropiada. Las micosis cutáneas a menudo pueden tratarse mediante desbridamiento y aplicación tópica de antifúngicos. Las infecciones gastrointestinales pueden tratarse con nistatina, mientras que las infecciones sistémicas pueden requerir itraconazol, fluconazol o viriconazol. En los casos de micosis pulmonares, la medicación antifúngica puede administrarse por nebulización o inyección intratraqueal o intrapulmonar.
Los herpesvirus pueden causar morbilidad y mortalidad graves en los quelonios. El aciclovir se ha utilizado con cierto éxito durante las primeras etapas.
Parasiticidas
Los parasiticidas usados comúnmente en reptiles se enumeran en la Parasiticidas usados en reptiles. La sobredosis de parasiticidas puede producir toxicidad farmacológica, que puede manifestarse con signos neurológicos, incluyendo convulsiones. La ivermectina está contraindicada en los quelonios, y se han descrito reacciones adversas en algunos lagartos iguánidos, eslizones y serpientes índigo. La milbemicina se ha utilizado con éxito en las tortugas de caja y las terrapines, pero se recomienda evitar las ivermectinas y las milbemicinas en todos los quelonios porque existen alternativas más seguras. La permetrina está autorizada para su uso en reptiles y parece segura y eficaz contra ácaros y garrapatas.
Parasiticidas usados en reptiles
Fármaco | Dosificación | Parásito | Observaciones |
|---|---|---|---|
Endoparasiticidas | |||
Fenbendazol | 25-100 mg/kg, PO, cada 14 días hasta 4 tratamientos. 50 mg/kg/día, PO, durante 3-5 días | Nemátodos, Hexamita | Puede causar leucopenia |
Ivermectina | 200 mcg/kg, PO, IM, SC, repetir después de 14 días | No en los quelonios; cuidado en eslizones y serpientes índigo | |
Levamisol | 5-10 mg/kg, SC, intracelómico, repetir a los 14 días | Gusanos pulmonares y otros nematodos | Serpientes, lagartos, cuidado en tortugas (usar 5 mg/kg) |
Mebendazol | 20-25 mg/kg, PO, repetir después de 14 días | Estrongilos y ascáridos | |
Metronidazol | 20-40 mg/kg, PO, cada 1-2 días durante 2-5 tratamientos | Protozoos | |
Oxfendazol | 25 mg/kg, PO, dosis única | Nematodos | |
Paromomicina | La mayoría de las especies: 35-100 mg/kg/día, PO, durante 28 días Serpientes: 100 mg/kg, PO, todos los días durante 7 días, luego 2 veces por semana durante 3 meses Monstruos de Gila: 300-360 mg/kg, PO, cada 2 días durante 14 días Geckos: 300-800 mg/kg, PO, todos los días | Amebas, criptosporidios | No elimina los criptosporidios |
Ponazurilo | Dragones barbudos: 30 mg/kg, PO, cada 2 días durante dos tratamientos | Coccidiosis | |
Praziquantel | 8 mg/kg, PO, SC, IM, repetir a los 14 y 28 días | Cestodos, trematodos | |
Pirantel | La mayoría de las especies: 5 mg/kg, PO, repetir en 14 días Camaleones: 5-10 mg/kg, PO, cada 14 días Tortugas marinas: 25-50 mg/kg, PO, cada 3 días durante 3 tratamientos | Nematodos Espirorquidiasis | |
Espiramicina | 160 mg/kg/día durante 10 días, luego dos veces por semana durante 3 meses | Serpientes con criptosporidiosis | Puede reducir los signos clínicos pero no eliminar la infección |
Toltrazurilo | 5-15 mg/kg/día, PO, durante 3 días 15 mg/kg, cada 48 horas durante 10 días; suspender durante 2 semanas; repetir cada 48 horas durante 10 días y repetir según sea necesario | Dragones barbudos, coccidiosis Tortugas, coccidiosis intranuclear | Falta de datos de seguridad, eficacia y farmacocinética |
Trimetoprima-sulfa | 30 mg/kg/día, PO, durante 10-28 días. | Coccidios | |
Ectoparasiticidas | |||
Tira impregnada de diclorvos | Tira de 6 mm/0,3 metros cúbicos en jaula durante 3 h cada 2 días durante 2-4 semanas | Tóxico, el terrario debe vaciarse; mantener fuera del contacto directo con los animales | |
Fipronil | Rocíe o limpie, luego lavar durante 5 minutos, cada 7-10 días | Ácaros y garrapatas, cuidado con las reacciones al alcohol presente, necesita una evaluación de seguridad | |
Ivermectina (10 mg/mL) | Rociar 5-10 mg/L de agua cada 3-5 días hasta 28 días | Ácaros y garrapatas | No debe usarse en quelonios; tener cuidado en los eslizones y las serpientes índigo |
Permetrina (10 %) | Espray tópico para animales y medio ambiente | Ácaros y garrapatas, aprobados por la FDA | Producto autorizado disponible para reptiles en EE. UU. |
Otros medicamentos
Las dosis de los medicamentos utilizados para una variedad de otros trastornos de los reptiles se enumeran en la Diversos fármacos para reptiles.
Diversos fármacos para reptiles
Fármaco | Dosificación | Trastorno |
|---|---|---|
Alopurinol | 10-50 mg/kg/día, PO | Gota, reduce la producción de ácido úrico |
Hidróxido de aluminio | 100 mg/kg, PO, cada 12-24 horas | Reduce la absorción de fósforo y puede disminuir los niveles de fósforo en sangre |
Aminofilina | 2-4 mg/kg, IM | Enfermedad respiratoria cuando se requiere broncodilatación |
Vasotocina arginina | 0,01-1 mcg/kg | Retención de huevos (más potente que la oxitocina) |
Calcitonina | 1,5 unidades/kg, SC, tres veces al día 50 unidades/kg, IM, repetir cada 1-2 semanas durante 3 tratamientos | Hipercalcemia, también se recomienda fluidoterapia Hiperparatiroidismo secundario. No administrar a menos que sea normocalcémico. |
Gluconato de calcio (10 mg/mL) Carbonato de calcio | 100 mg/kg, IM, cada 6 horas, o 400 mg/kg, IV, intraóseo, administrado durante 24 horas PO según sea necesario | Hipocalcemia en iguanas; una alta concentración de fósforo puede causar mineralización de los tejidos blandos |
Cimetidina | 4 mg/kg, PO, 2-3 veces al día. | Regurgitación, vómitos, gastritis, ulceración GI |
Cisaprida | 0,5-2 mg/kg/día, PO | Modificación de la motilidad GI; no se recomienda su uso con claritromicina en tortugas |
Dexametasona | 0,3-1,5 mg/kg, IM, IV, intraóseo | Inflamación, shock, cuidado con la inmunodepresión, raramente indicado |
Dinoprost (prostaglandina) | 0,5 mg/kg, IM o por cloaca, como dosis única | Distocia no obstructiva, por lo general utilizada en combinación con oxitocina o vasotocina |
Ketoprofeno | 2 mg/kg, SC, IM, cada 1-2 días | Inflamación, dolor |
Furosemida | 2-5 mg/kg, IM, IV, de una a dos veces diariamente | Diuresis (eficaz a pesar de la falta de asa de Henle en reptiles) |
Yodo | 2-4 mg/kg, PO, cada 7 días | Profilaxis de las dietas bociogénicas |
Hierro | 12 mg/kg, IM, cada 7 días (caimanes) | Anemia en caimanes |
Metoclopramida | 1-10 mg/kg/día, PO, durante 7 días | Eficacia no probada |
Prednisolona | 1-5 mg/kg, PO | Antiinflamatorio, reducción de la nefrocalcinosis, cuidado con la inmunosupresión, raramente indicado |
Selenio | 0,028 mg/kg, IM | Deficiencia en lagartos |
Sucralfato | 500-1000 mg/kg, PO, 1-3 veces al día | Irritación/ulceración gástrica |
Tiamina | 50-100 mg/kg, IM | Deficiencia de tiamina |
Vitamina A | 5000 unidades/kg, PO, cada 7 días | Hipovitaminosis A (la hipervitaminosis A iatrogénica puede ser el resultado de un tratamiento repetido) |
Fluidoterapia
La deshidratación en los reptiles se suele asociar con anorexia prolongada, falta de agua accesible, o incremento de las pérdidas (p. ej., por quemaduras), en contaste con pérdidas mixtas de electrolitos por vómitos frecuentes o diarrea. El balance hídrico en los reptiles difiere del de los mamíferos, porque, por unidad de peso corporal, los reptiles tienen un mayor porcentaje de agua corporal total (63,0-74,4 %) y un mayor porcentaje de agua intracelular (45,8-58,0 %). Estos valores parecen ser más altos en las especies de agua dulce, más bajos en los reptiles terrestres y más bajos aún en los reptiles marinos, con una concentración de solución salina isotónica en los reptiles no marinos de ~0,8 %. Esto ha llevado a la conclusión de que la solución salina normal al 0,9 % puede estar demasiado concentrada para la mayoría de los reptiles. Los líquidos cristaloides equilibrados, especialmente los que contienen dextrosa, con una osmolaridad de 260-290 mOsm/L parecen ser eficaces. Como guía general, las necesidades de mantenimiento son aproximadamente de 5-15 mL/kg/día, y la rehidratación debe realizarse con el doble de la de mantenimiento a 30-40 mL/kg/día, aunque en los casos críticos que requieren expansión de volumen, las tasas de 3-5 mL/kg/h se pueden utilizar durante varias horas.
En muchos casos, simplemente permitir que un reptil se bañe en agua tibia y poco profunda dentro de un terrario mantenido en la ZTOP específica de la especie promoverá que beba. Este método es aceptable cuando los reptiles son capaces y están dispuestos a beber voluntariamente. Sin embargo, en muchos casos los líquidos orales deben administrarse a través de una sonda gástrica. Para la rehidratación oral, pueden usarse soluciones electrolíticas de mamíferos, pero es mejor diluirlas un 10-15 % más para producir una solución ligeramente hipotónica. También pueden absorberse cantidades significativas de agua a través de la cloaca cuando los quelonios (y posiblemente otras especies) se bañan. La fluidoterapia oral funciona bien para satisfacer las necesidades de mantenimiento, para rehidratar reptiles levemente deshidratados y como vehículo para administrar medicamentos y alimentos orales. Para los reptiles en alerta y activos, se prefiere este método porque facilita la actividad GI, y los líquidos se absorben rápidamente cuando el reptil se mantiene a las temperaturas correctas. El sondaje repetido del estómago es estresante y puede ser difícil en los quelonios que no cooperan; por lo tanto, las sondas de esofagostomía se recomiendan para el tratamiento oral a largo plazo. Se pueden administrar volúmenes significativos de líquido SC, pero en los casos de moderados a graves, se prefieren las vías intracelómica, IV o intraósea.
La administración intracelómica de líquidos es más rápida, menos estresante y permite administrar un volumen mayor que la sonda gástrica. Los grandes volúmenes de líquido intracelómico pueden comprometer la función pulmonar y pueden absorberse lentamente; sin embargo, el cateterismo intravenoso no es fácil y a menudo se requieren procedimientos que implican el corte. En urgencias con serpientes moribundas más grandes, es posible colocar un catéter intracardiaco. La infusión de líquidos se controla mejor con una jeringa o una bomba de infusión. Si estos dispositivos no están disponibles, el volumen total diario de líquido puede dividirse en ocho inyecciones en bolo, cada una de las cuales se administra lentamente durante 10-20 minutos cada 1-3 horas Los catéteres intravenosos pueden dejarse colocados hasta 72 h; los catéteres intracardiacos hasta 24 horas; y las vías centrales durante varias semanas. La infusión intraósea es una técnica más fácil en lagartos y cocodrilos pequeños. La aguja se dirige a la cavidad medular de un hueso largo, y la aspiración de la médula o la radiografía pueden verificar la posición correcta. Este procedimiento suele estar contraindicado en los lagartos osteodistróficos. Las tasas de infusión para la administración IV e intraósea son similares. Como guía general, 1,2-1,7 mL/kg/hora es adecuado para propósitos de rehidratación, pero en casos críticos, se pueden administrar 3-5 mL/ kg/h durante las primeras 2-3 horas.
Los coloides se usan con menos frecuencia en los reptiles porque gran parte de la pérdida de agua proviene del espacio intracelular más que del plasma, pero pueden usarse en casos de hemorragia aguda. Si se produce una hemorragia grave (es decir, hematocrito <5 %), se puede administrar sangre completa por vía IV o intraósea. La compatibilidad cruzada no parece necesaria, al menos para una sola transfusión. Lo ideal es que el donante y el receptor sean de la misma especie.
Para más información
Divers SJ and Stahl SJ (2019), Reptile and Amphibian Medicine and Surgery, Elsevier Publishing.
Association of Reptile and Amphibian Veterinarians policy statement and client brochure on salmonellosis in reptiles: (http://www.arav.org/special-topics/
Consulte también la información para propietarios sobre manejo de reptiles.
