Parasitología

El diagnóstico de parásitos internos en pequeños animales se suele realizar mediante el examen de las heces en busca de huevos de parásitos. Las muestras fecales deben ser frescas, preferiblemente recogidas del animal durante el acto de defecación o del recto usando un asa fecal durante la exploración física. Las muestras han de enviarse a un laboratorio de diagnóstico en un recipiente sellado, etiquetado y debidamente identificado. Las muestras deben fijarse en una solución de formaldehído al 10 % o enviarse refrigeradas. Otras soluciones conservantes (p. ej., acetato de sodio, formol o alcohol polivinílico, disponibles en kits comerciales) conservan mejor los protozoos y facilitan la tinción especial (p. ej., tricrómico, hematoxilina de hierro).

Los exámenes de rutina deben realizarse mediante frotis fecal directo y flotación fecal. Los frotis directos se preparan mezclando heces (cantidad de heces que cabe en la mitad de la punta de un aplicador de madera) con 1 gota de solución salina (para organismos móviles) y tinción de Lugol (para ver estructuras morfológicas internas, como Giardia), y cubriéndolos con un cubreobjetos. Los métodos de flotación concentran las etapas de diagnóstico y proporcionan una preparación final más limpia, utilizando ~2 g de heces. El azúcar (DE de 1,27) y el nitrato de sodio (DE de 1,39) son medios de flotación comúnmente utilizados. La flotación con sulfato de zinc (DE de 1,18), realizada durante 3 días consecutivos, es el método de elección para revelar quistes de Giardia, que se eliminan intermitentemente en las heces. Las larvas móviles de nematodos pueden recolectarse y concentrarse mediante la sedimentación de Baermann. El método se basa en la colocación de ~2 g de heces en varias capas de gasa de algodón en un colador suspendido en el extremo ancho de un embudo cónico grande provisto de un tubo de goma y una llave de paso. El embudo se llena con agua corriente tibia o solución salina durante 1 h antes de examinar el sedimento. Las larvas descienden dentro del embudo debido a la densidad y se recogen del extremo de la llave de paso para su examen microscópico. Se pueden utilizar procedimientos especiales, como la sedimentación con formol-acetato de etilo, para los estadios larvarios de parásitos que no flotan bien. El azúcar de Sheather (DE de 1,30) se puede utilizar para detectar pequeños ooquistes de Cryptosporidium (4-6 micrómetros) o Toxoplasma (12 micrómetros) enfocando justo por debajo del cubreobjetos. Los ooquistes "flotan" hacia la superficie inferior del cubreobjetos colocado sobre el portaobjetos durante 10 min antes del examen.

Se puede usar un frotis directo con 1 gota de sangre para detectar microfilarias móviles de Dirofilaria immitis, aunque este no debe ser el único método de detección. Se puede realizar un examen más preciso para la detección de microfilarias mediante la técnica modificada de Knotts agregando 1 mL de sangre a 9 mL de solución de formol al 2 % en un tubo de 15 mL y centrifugando a 1500 rpm. Se desecha el sobrenadante y se mezcla una gota de tinción de azul de metileno con el sedimento restante, que se pipetea en un portaobjetos, se cubre con un cubreobjetos y se examina al microscopio para diferenciar las microfilarias de D immitis de las de Dipetalonema reconditum. La filtración comercial y los procedimientos de tinción son alternativas efectivas a la prueba de Knotts. Los animales que reciben tratamiento preventivo contra la dirofilariosis se vuelven amicrofilarémicos, de forma que se utilizará una técnica de ELISA disponible comercialmente para detectar el antígeno uterino circulante de la hembra adulta de Dirofilaria como método de elección en los perros. La dirofilariosis felina no puede diagnosticarse de forma fiable mediante pruebas de microfilaremia o antigenemia, ya que el número de gusanos del corazón suele ser demasiado bajo. Los títulos de anticuerpos contra D immitis se utilizan para detectar la exposición previa y la posible infección actual en los gatos.

Las muestras fecales frescas en los animales de granja deben recogerse de los pastos o, preferiblemente, del recto utilizando guantes de plástico. Las muestras han de colocarse en un frasco debidamente identificado y sellado. Se debe recolectar un número representativo de muestras del rebaño de un mínimo de 10 animales para tener una amplia variedad del número de huevos arrojados. Las muestras de heces deben mezclarse para permitir el examen de una muestra homogénea del rebaño o de la manada.

Se pueden utilizar recuentos cuantitativos de huevos fecales mediante el procedimiento modificado de flotación de Wisconsin o métodos similares para estimar la carga infectiva relativa por nematodos del "complejo parasitario GI" (p. ej., larvas de tricostrongílidos del ganado vacuno), al tiempo que se detectan coccidios y otros parásitos como larvas de gusanos pulmonares y cestodos. Se colocan 3 g de heces en un recipiente, se suspenden en ~15 mL de agua, se filtran a través de un cuadrado de gasa en un tubo de 15 mL y se centrifuga (1500 rpm durante 3 min). Se decanta el sobrenadante y el sedimento se mezcla con una solución de azúcar saturada, llenando el tubo lo suficiente antes de colocar un cubreobjetos de 22 × 22 mm en el borde del tubo de ensayo. El tubo se centrifuga de nuevo a baja velocidad (1500 rpm durante 5 min). La muestra que contiene los huevos se retira y se transfiere a un portaobjetos para contar los huevos de tricostrongílidos en las heces del ganado vacuno o los huevos de los estrongílidos en las heces de los caballos. El total se divide por 3 para obtener el número de huevos/g de heces. Se anotan otros parásitos, si estuvieran presentes, utilizando la siguiente designación en función de la abundancia: +1 (pocos), +2 (número pequeño), +3 (número grande) o +4 (demasiado numerosos).

Una solución saturada de sal de mesa (DE de 1,20) es un medio alternativo económico para el diagnóstico de parásitos en el ganado, aunque la sal puede ser altamente corrosiva para las superficies metálicas. El sulfato de magnesio (DE de 1,20) es el medio preferido para las heces porcinas. También se utilizan portaobjetos especiales provistos de cámaras y áreas de volumen conocido para estimar el número de huevos/g de heces, especialmente en pequeños rumiantes. Las heces en una solución filtrada (por lo general sal saturada) se introducen en cada cámara con una pipeta Pasteur y los huevos se cuentan a bajo aumento. Un portaobjetos de recuento de uso común es el portaobjetos de McMaster, que tiene dos cámaras, con un volumen de 0,15 mL cada una. Por ejemplo, si se mezclan 3 g de heces con 42 mL de solución concentrada, entonces cada huevo contado se multiplica por 50 para obtener el número de huevos/g en la muestra fecal. A menudo es posible encontrar una correlación aceptable entre el número de huevos y la carga relativa de gusanos en animales jóvenes, si bien los recuentos bajos (<5 huevos/g) o negativos son típicos de animales adultos. En bovinos jóvenes, que suelen tener recuentos 10 veces superiores a los de los adultos, recuentos de >50 reflejan una infección moderada, y los de >500 indican una carga importante y la necesidad de tratamiento.

Debido a que los huevos de parásitos no flotan fácilmente, se utilizan procedimientos cuantitativos de sedimentación fecal. Se mezclan 2 g de heces con 35 mL de solución jabonosa (detergente líquido al 2 %) y se filtran a través de una gasa en un tubo de centrífuga de 50 mL. El tubo con aguja jabonosa se llena y se deja reposar durante 3 min, desechando posteriormente la mitad del sobrenadante. Este procedimiento se repite 2-3 veces hasta que el sobrenadante esté limpio. Se vierte la mezcla menos 15 mL, se agregan 2 gotas de nuevo azul de metileno y los huevos se cuentan con un microscopio de disección en una placa de Petri cuadriculada o examinando varios portaobjetos cubiertos con cubreobjetos. Los huevos de la platija del hígado (Fasciola hepatica) se pueden diferenciar de los de la platija del rumen (Paramphistomum spp) por el color dorado, la forma más cilíndrica y el tamaño ligeramente mayor de los huevos de la primera frente al color grisáceo, el extremo más puntiagudo y un tamaño más pequeño de la segunda. Los kits comerciales de tamices y sedimentos pueden reducir el tiempo de preparación de muestras en un 50 %. En el ganado vacuno, los recuentos de Fasciola >3 sugieren pérdidas económicas, y de >10 pueden estar asociados con sintomatología clínica.

Los animales con dermatosis deben evaluarse examinando si hay ectoparásitos o evidencia de su presencia. Por ejemplo, es posible que no se vean pulgas en un gato o un perro, y que se noten pequeñas motas negras de excremento de pulgas (o “suciedad” de pulgas) que dejan una mancha rojiza sobre una toalla de papel humedecido. A veces se debe raspar la piel para diagnosticar los parásitos. Se usa una hoja de bisturí para realizar raspados profundos (hasta que rezuma sangre) necesarios para visualizar los parásitos que se alojan en túneles (p. ej., Sarcoptes) o folículos pilosos (Demodex spp). A la muestra del raspado se le añade 1 gota de aceite mineral en un portaobjetos, y se visualiza el área de debajo del cubreobjetos a bajo aumento. Se pueden agregar algunas gotas de solución de hidróxido de potasio al 10 % para eliminar los desechos y permitir una mejor visualización.