Muchos principios del manejo aplicados a otras especies son igualmente relevantes para los peces, incluyendo la obtención de una buena historia clínica, la consideración de técnicas diagnósticas apropiadas y el conocimiento de las opciones terapéuticas, los problemas de calidad del agua y los procedimientos de cuarentena y bioseguridad.
Fisiología:
Los peces son poiquilotermos, y todos los procesos fisiológicos están muy influenciados por la temperatura del agua. En agua dulce, los tejidos internos de peces son hiperosmóticos para el medio, mientras que en el agua salada son hipoosmóticos. Las lesiones en la superficie de la piel dificultan más la osmorregulación y pueden tener consecuencias graves debidas a la pérdida del equilibrio de fluidos y al colapso circulatorio.
La localización de los riñones de los peces varía con la especie; suele dividirse en un riñón anterior "craneal", el cual se localiza anterior a la vejiga natatoria, y uno posterior (caudal), el cual es retroperitoneal y ventral a la columna vertebral. En el riñón se encuentran los tejidos hematopoyéticos, renales y endocrinos, con los hematopoyéticos localizados cranealmente y los excretores caudalmente. Los iones divalentes se excretan principalmente por el riñón y los iones monovalentes y las excreciones nitrogenadas se excretan por las branquias. Por consiguiente, las lesiones de las branquias y del riñón pueden interferir seriamente en la respiración, la excreción y el equilibrio de fluidos.
La vejiga gaseosa (también conocida como vejiga natatoria o de aire) en los peces óseos, que se origina como un apéndice del intestino anterior, regula la capacidad corporal para flotar y tal vez también la utilicen para la producción de sonidos. Los peces fisostómicos tienen una conexión abierta entre la vejiga natatoria y el tracto GI, mientras que los peces fisoclistos no la tienen. Aunque es una cámara única en la mayoría de los peces, la vejiga natatoria consta de cámaras duales en los ciprínidos y tres cámaras en el bacalao y los chupones que pertenecen al género Moxostoma.
Un sistema lineal lateral sensitivo, a lo largo de los flancos del cuerpo y de la cabeza, recibe los estímulos del medio acuático y actúa como mediador de las respuestas de adaptación a través del SNC.
Los peces dependen de los incrementos de la temperatura ambiental para una producción eficiente de anticuerpos durante las infecciones (o tras la vacunación), cuando la mayoría de los microorganismos se están replicando a una velocidad más rápida. La temperatura óptima para la producción de anticuerpos varía según la especie de pez (de aguas tropicales, templadas o frías). Los incrementos extremos en la temperatura ambiental (superiores o inferiores a los de su hábitat natural) inhiben la producción de anticuerpos. Al igual que los linfocitos T de otros vertebrados, los de los peces son los responsables de la inmunidad celular. La inmunidad no es tan dependiente de la edad en los peces como en otros animales; los peces jóvenes suelen ser inmunocompetentes y se pueden vacunar con éxito. Los anticuerpos se encuentran en las mucosidades de la piel y en el tracto GI de los peces.
Aunque la vacunación de los peces contra enfermedades específicas ha sido importante en la prevención de pérdidas en el aspecto económico, existe una necesidad de mejorar la metodología. Los avances incluyen un mayor uso de vacunas autógenas; varias empresas trabajarán con los veterinarios y sus propietarios para desarrollar vacunas personalizadas para situaciones específicas. Algunas vacunas (p. ej., para Aeromonas salmonicida) están disponibles o en desarrollo para peces domésticos, particularmente carpas koi.
Obtención de la anamnesis y la información clínica
Como ocurre con todas las especies, una buena historia clínica es fundamental para establecer un diagnóstico. Las preguntas de particular interés para los casos de peces incluyen el número de animales afectados, ya sea de una especie o múltiples, la cronicidad del problema y una descripción detallada del alojamiento y cuidado de los animales, incluyendo el volumen y diseño del sistema, número y tamaño de los animales, especies, nuevas incorporaciones, uso de cuarentena y medicación previa.
Se puede pedir a los propietarios que lleven muestras de peces y agua a la clínica, o el profesional puede querer visitar el lugar. Las visitas al lugar permiten evaluar con mayor precisión el sistema y observar fácilmente el comportamiento de los peces. Si se llevan peces a la clínica, el propietario debe proporcionar un animal que muestre signos clínicos de enfermedad. Un animal vivo puede transportarse en una nevera con un aireador a batería, o en una bolsa de plástico resistente para peces con suficiente agua para cubrirla. Se debe proporcionar una muestra de agua separada en una bolsa o botella de plástico, asegurándose de que no se incluyan burbujas de aire con la muestra, y se ha de transportar en hielo. Se necesitan como mínimo 500 mL del agua del acuario para los análisis.
Si se ha de anestesiar al animal para su examen, debe acompañar al animal un volumen mayor de agua del tanque y usarse en la recuperación anestésica. Los ejemplares que han estado muertos menos de 24 horas y que se conservan rápidamente a 4 °C tienen valor diagnóstico y pueden enviarse a la clínica veterinaria, o se puede indicar al propietario que las envíe a un laboratorio con experiencia en necropsia y pruebas diagnósticas en peces. Debería enviarse también una muestra de agua junto con los especímenes a los que se le va a practicar la necropsia.
Necropsia y técnicas diagnósticas
Aunque se utilizan los mismos principios en la necropsia de los peces que en otros animales, se debe poner mayor énfasis en una historia clínica exacta y completa, en los signos ante mortem, en el material de necropsia en fresco y en la exploración microscópica directa de las extensiones de tejidos en fresco y las preparaciones por aplastado de tejidos. Los peces se descomponen con rapidez, y muchos microorganismos saprófitos se reproducen rápidamente en los tejidos en putrefacción, complicando el aislamiento de las bacterias patógenas, a menos que se tomen muestras inmediatamente después de la muerte.
Dr. Denise Petty.
Una necropsia general de peces puede incluir la extracción de sangre ante mortem; una biopsia de agallas, piel, tejidos de las aletas y órganos internos; un cultivo bacteriano o vírico de órganos internos; y una evaluación histológica. Se debería utilizar una instalación de diagnóstico o una clínica veterinaria que esté familiarizada con los protocolos de necropsia de peces y con la microbiología acuática. Cuando sea posible, el pez debe enviarse vivo. Si el pez acaba de morir, los ojos deben estar claros y las branquias deben presentar una coloración y una textura normales. No debe haber el proverbial olor a pescado muerto, ya que las canales de pescado se autolisan rápidamente y son inutilizables para el examen; sin embargo, algunos peces moribundos pueden tener un olor fuerte. Los peces recién muertos se debería meter en una bolsa de plástico resistente y colocarse en hielo. Se debería enviar siempre una muestra de agua junto con el pez. Un animal que ha muerto y se ha colocado en un congelador tiene un valor diagnóstico limitado, pero los peces congelados recién muertos pueden ser útiles para pruebas bacteriológicas, virológicas o toxicológicas.
También se pueden examinar los peces vivos moribundos. Es posible sujetar suavemente a algunos peces para algunos procedimientos. Es más fácil sujetar a los peces pequeños que a los grandes. Cuando se manipula el pez, se deben usar guantes de nitrilo para evitar daños en el epitelio del pez. Cuando se sostiene el pez en la mano, solo se debe ejercer una presión suave. Una presión más fuerte a menudo hace que los peces se vuelvan más rebeldes. Los peces no anestesiados solo deben ser inmovilizados durante los pocos segundos necesarios para obtener una muestra de moco cutáneo o una biopsia de aleta u otra técnica diagnóstica no mortal. Después de la recogida de la muestra deben devolverse al agua inmediatamente.
Cuando no es posible inmovilizar de forma segura a los peces para procedimientos de diagnóstico no letales, se debe usar sedación. El agente sedante más común utilizado para peces es el metanosulfonato de tricaína (MS-222), que debe tamponarse adecuadamente con bicarbonato de sodio (en una proporción de 1:2 de MS-222 por bicarbonato de sodio). Nunca debe usarse el MS-222 sin tampón; es muy ácido, lo que no solo puede dañar el epitelio del pez, sino que también puede causar que algunos parásitos se desprendan del pez.
Se deben tomar muestras de tejido fresco de los filamentos de las branquias, de la mucosa cutánea y de las aletas, prepararlas en fresco, y examinarlas al microscopio óptico a ×40, ×100 y ×400. Debe utilizarse agua dulce para las preparaciones en fresco de tejidos externos de peces de agua dulce y agua salada para las preparaciones en fresco de peces marinos. En caso de duda, se debería usar agua del acuario o de la muestra de agua enviada. Hay que asegurarse de que la salinidad utilizada para preparar los montajes es similar a la salinidad presente en el entorno, ya que debe permitir a los microorganismos permanecer viables el tiempo suficiente para permitir su identificación. No se debe utilizar agua destilada para las muestras de tejido. Se debe examinar el tejido para valorar su morfología y para detectar la presencia de elementos bacterianos o fúngicos. El examen en húmedo de los tejidos de los peces es crucial para el diagnóstico de la mayoría de los parásitos.
Lugares seleccionados para la recogida de sangre
Sitio | Técnica y puntos de referencia |
|---|---|
Aorta dorsal | Con el pez en decúbito ventral, se inserta la aguja en la boca y en la línea media donde los arcos branquiales de cada lado se encuentran hasta que se haga contacto con el hueso. Retirar ligeramente la aguja hasta que aparezca sangre en el cono de la aguja. Esto es más fácil de realizar en un pez que tiene una gran abertura oral. |
Aorta ventral | Insertar la aguja en la línea media ventral justo anterior al corazón. El corazón se localiza en la parte ventral más anterior de la cavidad corporal. |
Cardiaco | Insertar la aguja en la línea media ventral en el corazón (ubicado en la parte ventral más anterior de la cavidad corporal). En peces pequeños, este procedimiento puede ser mortal. |
Conducto de Cuvier o vena cardinal común | Levantar el opérculo e insertar la aguja detrás del cuarto arco branquial, dirigiendo la aguja caudalmente para que entre en el istmo del cuerpo. |
Arco branquial | Esta técnica solo es adecuada para peces grandes (longitud total >700 mm). Se inserta la aguja directamente en un arco branquial hasta alcanzar una arteria. |
Vasos caudales | Abordaje lateral: insertar la aguja en un ángulo de 45° justo debajo de la línea lateral del pedúnculo caudal y avanzar cranealmente hasta que haga contacto con la columna vertebral. A continuación, se dirige la aguja ventral y lateralmente a la columna vertebral mientras se aspira suavemente con la jeringa. Abordaje ventral: insertar la aguja en la línea media ventral y avanzar dorsalmente hasta que haga contacto con la columna vertebral y retirarla después ligeramente. |
Se debe sedar o anestesiar a los peces antes de la extracción de sangre. | |
Se puede extraer la sangre de numerosos sitios, y medir los parámetros hematológicos. En los peces >25-100 g, dependiendo de la especie, los vasos caudales del pedúnculo caudal, el conducto de Cuvier (vena cardinal común) y las aortas dorsal y ventral son fácilmente accesibles. En los individuos más pequeños que van a eutanasiarse, la sangre puede recogerse en un tubo de hematocrito inmediatamente después de la eutanasia, cortando el pedúnculo caudal y exponiendo los vasos caudales.
El uso de la evaluación hematológica y del análisis bioquímico sérico está limitado en muchas especies de peces, dado que los valores normales no están fácilmente disponibles; sin embargo, esta información podría ser clínicamente útil. La heparina de litio es el anticoagulante de elección para la mayoría de las especies de peces, aunque el EDTA es el preferido para los peces gato ictalúridos, y el plasma puede utilizarse para las pruebas bioquímicas. Las pruebas serológicas pueden ser diagnósticas en ciertos casos (p. ej., intoxicaciones por metales pesados). La sangre completa (1-2 gotas) se pueden incubar en un caldo de infusión de cerebro-corazón a temperatura ambiente en un agitador-mezclador automático. Si aparece turbidez indicativa de crecimiento bacteriano, se puede usar un asa de la mezcla sangre-caldo para un primer aislamiento de un patógeno bacteriano sistémico.
Si aún no están muertos, los peces moribundos han de ser eutanasiados y se debe realizar una necropsia en condiciones asépticas. El examen microscópico de los órganos internos es altamente recomendable si el pez está muerto. Deben examinarse secciones no teñidas de estómago e intestino para detectar la presencia de parásitos, y más en concreto debería examinarse el intestino delgado para detectar flagelados. Deben examinarse secciones no teñidas de bazo, riñones anterior y posterior e hígado para detectar la presencia de parásitos, granulomas u otras anomalías.
Medios de cultivo especializados
Medios de cultivo | Patógenos |
|---|---|
Agar marino | Bacterias halófilas heterótrofas; utilizado para enfermedades bacterianan externas |
Medio de agar tiosulfato-citrato-sales biliares-sacarosa (TCBS) | Vibrio spp |
Agar Cytophaga | Flavobacterias (Flavobacterium columnare, F psychrophilum) |
Agar sal de extracto de levadura triptona (TYES) | Flavobacterias |
Medio de Hsu-Shotts | Flavobacterias |
Medio de Lowenstein Jensen | Micobacterias |
Medios de Middlebrook | Micobacterias |
Medio de dextrosa de Sabouraud | Aislamiento fúngico |
Agar agua bajo en nutrientes | Saprolegnia |
Un hisopo estéril del riñón anterior, el bazo u otro órgano de interés puede enviarse a un laboratorio en transporte, pero es preferible el aislamiento primario directamente en un medio enriquecido (p. ej., agar de soja tríptico enriquecido con sangre de oveja al 5 %). Se pueden utilizar medios de cultivo especializados para el crecimiento de ciertos patógenos See table Medios de cultivo especializados. Si los abscesos u otras anomalías obvias son visibles, también se deben muestrear esos puntos para cultivo.
En general, los cultivos bacterianos o fúngicos tomados de peces tropicales deben incubarse a temperatura ambiente (25 °C) o no superior a 30 °C. Algunos agentes implicados no crecerán a 37 °C, la temperatura estándar de incubación de los cultivos que se hacen de los mamíferos. Los agentes de importancia zoonótica, como Mycobacterium, se puede incubar tanto a 25 °C como a 37 °C. Se debe disponer de una tinción acidorresistente para la tinción en el laboratorio del material granulomatoso que, cuando es positivo, es muy orientativo de Mycobacterium. Los cultivos cerebrales están indicados si se observa que los peces dan vueltas, o muestran otras indicaciones en su comportamiento de enfermedad neurológica antes de la muerte.
Enfermedades de peces de interés legislativo en EE. UU.
Enfermedad | Agente causal | Especies sensibles | Signos clínicos y patología | Rango de temperatura | Estado en EE. UU. |
|---|---|---|---|---|---|
Septicemia hemorrágica viral (enfermedad de Egtved) | Novirhabdovirus Familia: Rhabdoviridae | Principalmente: salmónidos (Oncorhynchus spp), rodaballo, arenque y espadín (Clupea spp), platija japonesa Secundariamente: tímalo, pescado blanco, lucio, bacalao del Atlántico y del Pacífico, eglefino y muchas especies de agua dulce, marinas y estuarinas | Forma aguda: hemorragia inespecífica (ojos, aletas o piel), oscurecimiento, exoftalmía, ascitis Forma crónica: pocos signos Forma neurológica: rotaciones o parpadeo Macroscópico: bazo agrandado, ascitis, riñón necrótico Histológico: necrosis focal en riñón, hígado, bazo; hemorragia en el músculo | 9-12 °C optimal | Presente en poblaciones silvestres, enfermedad esporádica, distribución limitada; endémica en el noroeste del Pacífico y Alaska (salmónidos silvestres, eglefinos y bacalao); enfermedad emergente en la región de los Grandes Lagos en una amplia variedad de peces |
Necrosis hematopoyética infecciosa | Novirhabdovirus Familia: Rhabdoviridae | Principalmente: salmónidos de piscifactorías (Oncorhynchus spp); la trucha de lago y salvelino (Salvelinus spp) son resistentes | Mortalidad en aumenta rápidamente (peces <1 año), letargo pero con brotes esporádicos de nado rápido, ventilación exacerbada, heces pastosas, exoftalmía, branquias pálidas, oscurecimiento, distensión abdominal o líquido ascítico (posiblemente sanguinolento) | 10-12 °C óptimo; raro >15 °C | Presente en el oeste de EE. UU., presentación esporádica y limitada; endémica en el noroeste del Pacífico y Alaska (salmónidos silvestres); también presente en partes de Europa y Asia |
Viremia primaveral de la carpa | Vesiculovirus Familia: Rhabdoviridae | Primaria: carpa (incluyendo koi, pez dorado), siluro (pez gato europeo), orfe, tenca | Inespecíficos: oscurecimiento, exoftalmía, branquias pálidas, abdomen distendido, ascitis, hemorragia (agallas, piel o ojo), petequias en órganos (incluida la vejiga natatoria), ventilación exacerbada acompañada de moco fecal espeso. Coinfección con Aeromonas u otras bacterias comunes | 12-22 °C | EE. UU. está libre (último caso en peces en cautividad en 2004, y en peces silvestres en 2007); se da en el este de Europa, Rusia, China y Oriente Medio |
Necrosis hematopoyética epizoótica | Ranavirus Familia: Iridoviridae | Principalmente: perca de aleta roja Secundariamente: trucha arco iris (peces silvestres y de piscifactoría) | Mortalidad aguda y elevada de la perca de aleta roja; oscurecimiento, ataxia, letargo, hemorragia alrededor de las fosas nasales; la morbilidad y la mortalidad de la trucha arco iris son menos graves; histológico: necrosis, tejidos renales hematopoyéticos | Perca de aleta roja: >12 °C Trucha arco iris: 11-17 °C Experimentalmente: 8-21 °C | Nunca se ha dado en EE. UU.; endémica en Australia Endémica en Australia |
Enfermedad iridoviral del besugo | Megalocytivirus Familia: Iridoviridae | Besugo, muchas otras especies estuarinas, otras especies marinas | Anemia grave, letárgica, branquias pálidas, bazo agrandado | Se ha producido en peces marinos tropicales importados en EE. UU.; se da en Japón y Taiwán | |
Infección con HPR o HPR0 Anemia infecciosa del salmón | Isavirus Familia: Orthomyxoviridae | Salmón atlántico Trucha marrón, trucha de mar, trucha arco iris | Branquias pálidas, anemia grave (hematocrito <10 %), hígado inflamado (color negro o marrón), ascitis, petequias en las vísceras, en la grasa mesentérica y en la vejiga natatoria | In vitro: Replicación máxima a 15 °C Sin replicación a 25 °C | Presente en el nordeste de EE. UU., presentación esporádica y limitada; endémica en Maine, New Brunswick, Escocia y Noruega Endémica en Maine, New Brunswick, Escocia y Noruega |
Infección por alfavirus de los salmónidos (enfermedad del páncreas o enfermedad del sueño) | Alfavirus Familia: Togaviridae | Salmón atlántico, trucha arco iris, trucha marrón | Necrosis del páncreas exocrino, cambios cardiacos y del músculo esquelético | 12-15 °C | No se ha detectado en EE. UU.; sí en Irlanda, Reino Unido, Francia, Alemania, Italia, España, Suiza, Polonia y Noruega |
Herpesvirus de la carpa koi | Herpesvirus ciprínido 3 Familia: Alloherpesviridae | Carpa común e híbridos, incluyendo carpa koi y carpa fantasma | Necrosis grave del tejido de las branquias | 22°–25,5 °C optimal* | Presente en EE. UU., aparición esporádica, ampliamente distribuido |
Síndrome ulcerativo epizoótico (granulomatosis micótica) | Aphanomyces invadans Oomicetos (moho acuático) | Lacha atlántica, mujol, y muchas otras especies de agua dulce y estuarinas; peces cabeza de serpiente, barbos (Puntias spp) sensibles; gouramis, carpines dorados y otras especies ornamentales sensibles; la tilapia es resistente | Úlceras necrotizantes profundas (penetran en la pared corporal), respuesta granulomatosa de los tejidos; úlceras profundas con centros rojos, bordes blancos; hifas invasivas no septadas (cultivo posible pero difícil) | <25 °C (la salinidad reducida también contribuye en los sistemas salobres) | Presente en EE. UU., esporádico, de distribución limitada; declarado en América del Norte, África, Asia y Australia |
Gyrodactylus (Gyrodactylus salaris solamente) | Monogénea Gyrodactylus salaris solamente | Salmón atlántico, trucha arco iris, trucha de arroyo, trucha de lago de América del Norte, trucha marrón, tímalo ártico | Nunca ha aparecido en EE. UU. | ||
*La mortalidad se detiene a >30 °C, pero los supervivientes siguen siendo portadores. | |||||
Si se sospecha enfermedad vírica, se pueden tomar muestras de los tejidos diana. Las muestras deben incluir tanto tejidos frescos colocados en etanol reactivo como tejidos congelados. Varias enfermedades víricas son de interés para los veterinarios que practican la medicina de los peces en EE. UU. ([XRef]).
Los cortes histológicos no mayores de 1 cm3 deben colocarse en formol tamponado neutro al 10 % para la evaluación histológica. Después de 24 h de fijación, deben retirarse y colocarse en alcohol reactivo en caso de que se requieran técnicas de diagnóstico molecular.
Consideraciones de tratamiento
Los tratamientos para los peces domésticos y ornamentales a menudo se basan en el manejo ambiental seguido del uso de una terapia dirigida para controlar patógenos específicos. El uso de medicación profiláctica en ausencia de pruebas diagnósticas está fuertemente desaconsejado y puede contribuir a las resistencias bacterias y otras complicaciones.
El tratamiento farmacológico se puede proporcionar a través de varias vías de administración, incluyendo la exposición por baño (añadir medicación al agua), alimento medicado, inyección o administración tópica. En términos generales, los tratamientos tópicos y de baño son más útiles para las infecciones externas, mientras que los alimentos medicados y las inyecciones son más apropiados para las infecciones internas.
El uso de un tratamiento de baño requiere una medición precisa del volumen de agua que se va a tratar (consulte el recuadro para fórmulas sobre los cálculos del volumen del tanque).
Algunos piensos medicados pueden adquirirse comercialmente para la acuicultura o para peces domésticos. Se pueden preparar alimentos medicinales hechos a medida para su uso en peces ornamentales. Los dietas a base de productos en forma de escamas, de gránulos o de gel pueden usarse como base para alimentos medicinales en peces domésticos. El aceite en aerosol para cocinar es un aglutinante eficaz para su uso con alimentos granulados o en escamas para peces ornamentales. La adición de medicación a las dietas en gel disponibles comercialmente se realiza fácilmente a medida que el gel se enfría. En general, la medicación no debe añadirse cuando la gelatina está caliente, porque algunos medicamentos, especialmente la oxitetraciclina, son termolábiles.
Cortesía del Dr. Denise Petty.
Cortesía del Dr. Denise Petty.
Cortesía del Dr. Denise Petty.
Las inyecciones pueden administrarse por vía IM o intracelómica (ICe). Las inyecciones intramusculares se administran en los músculos epaxiales, laterales a la aleta dorsal. La inyección de algunos fármacos puede causar necrosis muscular, por lo que es importante alternar los lugares de inyección y limitar las inyecciones a cada 3 días, a menos que se requieran más a menudo. Para administrar inyecciones ICe, los peces deben colocarse con la cabeza hacia abajo en decúbito dorsal para alejar los órganos internos del lugar de la inyección, que debe encontrarse anterior al ano, fuera de la línea media ventral. Los tratamientos tópicos, por lo genera en forma de ungüento, deben aplicarse directamente sobre la lesión o lesiones externas. El pez puede inmovilizarse manualmente, por lo general sin sacar al animal entero del agua. El área donde se aplica el tratamiento debe mantenerse fuera del agua durante varios segundos (<1 min) para permitir cierta absorción antes de devolver el pez al agua. Pueden necesitarse aplicaciones repetidas.
Se puede producir una insolación en los peces que nadan en la superficie o se puede inducir (incluso en especies de zonas profundas) al administrar fármacos fotodinámicos como la fenotiacina; aunque la luz ultravioleta no penetra bien en el agua. Los peces afectados tendrán lesiones visibles a lo largo de la superficie dorsal. Proporcionar sombra resuelve el problema.
Fármacos aprobados por la FDA y problemas normativos para peces de acuario
En muchos casos, el tratamiento terapéutico de los peces que no sean siluros ni salmónidos exige la utilización de fármacos fuera de registro, ya que las opciones terapéuticas aprobadas en los peces son limitadas. El sitio web de la FDA de EE. UU. (www.fda.gov/cvm/aqualibtoc.htmwww.fda.gov/cvm/aqualibtoc.htm) proporciona información actualizada sobre el estado de los fármacos y productos químicos. La indexación de fármacos ha sido desarrollada por la FDA para permitir el uso legal de fármacos sin registro en especies menores, incluidos los peces ornamentales. Véase tabla para más información. La siguiente información está destinada a su uso en medicina de peces domésticos.
Uso de antimicrobianos en peces de acuario
Fármacos autorizados por la FDA para su uso en acuicultura en EE. UU. (2019)
Fármaco | Especies | Indicaciones | Régimen de dosificación | Observaciones |
|---|---|---|---|---|
Inmersión | ||||
Formol | Todos los peces | Control de protozoos externos (Chilodonella, Ichthyobodo, Epistylis, Ichthyophthirius, Ambiphyra, Trichodina spp), Tetrahymena spp y monogéneos (Cleidodiscus, Dactylogyrus, Gyrodactylus spp) | Acuarios y conducciones: salmón y trucha: por >10 °C: hasta 170 mcL/L como máximo 1 h; <10 °C: hasta 250 mcL/L como máximo 1 h. Todos los peces: hasta 250 mcL/L como máximo 1 hora Estanques con arena: 15-25 mcL/L indefinidamente | El fármaco no debe someterse a temperatura <4,44 °C. No se aplica a los estanques cuando el agua supera los 27,67 °C, hay un gran crecimiento del fitoplancton, o si la concentración de oxígeno disuelto es <5 mg/L. Los estanques pueden requerir otro tratamiento en 5-10 días si es necesario. No tratar estanques que contengan lubina rayada. Pruebe en un número pequeño de cada lote para comprobar si hay alguna sensibilidad inusual al formol antes de continuar. |
Todos los huevos de peces | Control de hongos acuáticos de la familia Saprolegniaceae | Todos los huevos de peces con aleta: 1000-2000 mcL/mL durante 15 minutos Acipenseriformes: hasta 1500 mcL/mL durante 15 minutos | Un bioensayo preliminar debería enfocarse a determinar la sensibilidad de las especies | |
Peneidos | Control de parásitos protozoarios (Bodo, Epistylis y Zoothamnium spp) | Acuarios y conducciones; 50-100 mcL/L hasta 4 horas diariamente Los estanques con arena; 25 mcL/L como tratamiento único | El fármaco no debe someterse a temperatura <4,44 °C. No se aplica a los estanques cuando el agua supera 29,67 °C, cuando hay un gran crecimiento del fitoplancton, o si la concentración de oxígeno disuelto es <5 mg/L. Los estanques pueden requerir otro tratamiento en 5-10 días si es necesario. | |
Agua oxigenada. | Huevos de peces de agua dulce | Control de la mortalidad por saprolegniasis | Agua fría: 500-1000 mg/L durante 15 minutos en un sistema de flujo continuo diariamente en días consecutivos o alternos hasta la eclosión Agua caliente: 750-1000 mg/L durante 15 min en un sistema de flujo continuo diariamente en días consecutivos o alternativos hasta la eclosión | Se recomienda un bioensayo inicial en un número pequeño antes de tratar al grupo completo. |
Salmónidos criados en agua dulce | Controlar la mortalidad debida a la enfermedad bacteriana de las branquias (Flavobacterium branchiophilum) | 100 mg/L (30 minutos) o 50-100 mg/L (60 minutos) al día en días alternos durante 3 tratamientos | Se recomienda un bioensayo inicial en un número pequeño antes de tratar al grupo completo. | |
Peces de agua dulce y siluros de canal | Controlar la mortalidad debida a la columnariosis externa (Flavobacterium columnare) | Alevines y adultos (excepto el lucio y el pez espátula): 50-75 mg/L (60 min) diariamente en días alternos durante 3 tratamientos Alevines (excepto el lucio, el esturión pálido y el pez espátula): 50 mg/L (60 minutos) diariamente en días alternos durante 3 tratamientos | Utilizar con precaución en los lucioperca. Se recomienda un bioensayo inicial en un número pequeño antes de tratar al grupo completo. | |
Clorhidrato de oxitetraciclina | Alevines | Marcas en el tejido óseo, con mayor frecuencia los otolitos, con fines de identificación de alevines | 200-700 mg/L (tamponado) durante 2-6 horas | |
Metanesulfonato de tricaina | Peces, anfibios y otros poiquilotermos acuáticos | Inmovilización temporal | 15-330 mg/L (peces) 1:1000 a 1:20 000 (otros poiquilotermos) | Se agrega en forma de polvo al agua; la concentración depende del grado de anestesia deseado, de la especie, del tamaño, de la temperatura del agua y de su dureza, del estadio del desarrollo. Las pruebas preliminares de la solución deben hacerse con unos pocos peces; periodo de supresión de 21 días (peces); uso en laboratorio o incubadora solamente en otros poiquilotermos; temperatura del agua >10 °C. |
Cloramina-T | Salmónidos criados en agua dulce | Enfermedad bacteriana de las agallas causada por Flavobacterium spp | 12 a 20 mg/L en un suministro de agua de flujo continuo o como un baño estático una vez al día durante 60 minutos en días consecutivos o alternativos durante tres tratamientos. | |
Lucioperca | Enfermedad columnar externa causada por Flavobacterium columnare | 10 a 20 mg/L en un suministro de agua de flujo continuo o como un baño estático una vez al día durante 60 minutos en días consecutivos o alternativos durante tres tratamientos. | ||
Peces de agua caliente criados en agua dulce | Columnaris externa causada por Flavobacterium columnare | 20 mg/L en un suministro de agua de flujo continuo o como un baño estático una vez al día durante 60 minutos en días consecutivos o alternativos durante tres tratamientos. | ||
Inyectable | ||||
Gonadotropina coriónica | Crías de macho y hembra | Ayuda a mejorar la función de desove | Machos: 110-1122 U/kg Hembras: 147,4-3995,2 U/kg | Inyecciones IM hasta 3 dosis; la dosis total no puede superar las 25 000 U en peces destinados al consumo humano, uso restringido bajo receta veterinaria. |
Artículos/alimentos medicados | ||||
Florfenicol | Peces de agua dulce | Control de la mortalidad por septicemia entérica del bagre asociada con Edwardsiella ictaluri, septicemia estreptocócica en peces de agua templada criados en agua dulce, columnariosis en peces de agua dulce | 10 mg/kg/día durante 10 días consecutivos | Piensos medicados sujetos a mandato veterinario; periodo de supresión de 12 días. |
Oxitetraciclina dihidrato | Salmón del Pacífico | Marcas en el tejido óseo, con mayor frecuencia los otolitos, con fines de identificación de alevines | 250 mg/kg/día durante 4 días | Fármaco de la Veterinary Feed Directive; salmón <30 g; en el alimento como única ración; tiempo de retirada de 7 días |
Salmónidos criados en agua dulce | Enfermedad bacteriana del agua fría (Flavobacterium psychrophilum) | 2,5-3,7 g/45 kg/día durante 10 días | Fármaco de la Veterinary Feed Directive; en ración mixta; temperatura del agua no <9 °C; tiempo de retirada de 21 días | |
Peces de ambientes fríos criados en agua dulce | Control de la septicemia bacteriana hemorrágica (Aeromonas liquefaciens), forunculosis (Aeromonas salmonicida) y la infección por pseudomonas (Pseudomonas) | 2,5-3,7 g/45 kg/día durante 10 días | Fármaco de la Veterinary Feed Directive; en ración mixta; temperatura del agua no <16,7 °C; tiempo de retirada de 21 días | |
Langosta | Control de la gafkemia (Aeroccocus viridans) | 1 g/kg de alimento medicado durante 5 días | Fármaco de la Veterinary Feed Directive; en el alimento como única ración; tiempo de retirada de 30 días | |
Todo el salmón del Pacífico criado en agua dulce | Control de la columnariosis | Fármaco de la Veterinary Feed Directive, solo permitido en el alimento; tiempo de retirada de 21 días | ||
Sulfadimetoxina-ormetoprima | Salmónidos | Control de la forunculosis (Aeromonas salmonicida) | 50 mg/kg/día durante 5 días | Fármaco de la Veterinary Feed Directive; en el alimento; tiempo de retirada de 42 días |
Siluro | Control de la septicemia entérica (Edwardsiella ictaluri) | 50 mg/kg/día durante 5 días | Fármaco de la Veterinary Feed Directive; solo permitido en el alimento; tiempo de retirada de 3 días | |
Nota: este es un resumen abreviado. Para obtener más información, visite el FDA website (https://www.fda.gov/animal-veterinary/aquaculture/approved-aquaculture-drugs). Para el etiquetado completo, consulte el prospecto. La aprobación se aplica solo al fármaco específico que es objeto de una nueva aplicación como fármaco para animales (NAFA); los principios activos de otras fuentes (p. ej., un fármaco a granel de una empresa química o compuestos similares fabricados por empresas distintas de las especificadas en la NAFA) no son fármacos nuevos aprobados para animales. La aprobación se aplica únicamente al uso del fármaco para las indicaciones y forma especificadas en la etiqueta. La Aquatic Animal Drug Approval Partnership (AADAP) tiene varias publicaciones útiles sobre fármacos aprobados por la FDA. | ||||
Los antibióticos pueden administrarse a los peces domésticos a través de cualquiera de las vías de tratamiento enumeradas; sin embargo, el pienso medicado es lo más común y suele ser lo más efectivo. Los antibióticos que se suelen utilizar en los peces domésticos u ornamentales incluyen la oxitetraciclina, los fármacos sulfa potenciados y el enrofloxacino (en las carpas koi y de exhibición). Para las dosis aprobadas y los periodos de supresión, [XRef]. La oxitetraciclina se puede administrar a dosis de 55-83 mg/kg/día durante 10 días para controlar muchas infecciones bacterianas por gramnegativas, incluida la columnariosis. Dado que la oxitetraciclina ha estado en el mercado durante muchos años, puede haber resistencias significativas a ella en algunos aislados bacterianos. La sulfadimetoxina y ormetoprima también es eficaz contra muchos microorganismos gramnegativos, con menor resistencia. La palatabilidad puede ser un problema cuando se administra pienso medicado a peces enfermos, que pueden tener poco apetito.
Índice de nuevos fármacos para animales legalmente comercializados no aprobados para peces (2019)
Nombre genérico | Especies | Uso previsto | Forma de dosificación | Índice de entrada |
|---|---|---|---|---|
sGNRHa + domperidona | Peces ornamentales reproductores | Para su uso como ayuda al desove | Inyectable (intracelómica, intramuscular) | 17/3/2009 |
Clorhidrato de metomidato | Peces ornamentales | Sedación y anestesia | Polvo soluble | 3/6/2009 |
Nota: este es un resumen abreviado. Para obtener más información, visite el sitio web de la FDA. | ||||
El florfenicol está disponible comercialmente para su uso en alimentos medicados ( See also page Acuicultura).
La eritromicina no está aprobada por la FDA para su uso en peces, pero es un excelente antibiótico para peces infectados con bacterias grampositivas, particularmente Streptococcus. Se debe administrar a una dosis de 100 mg/kg/día, durante 14 días. La palatabilidad puede ser un problema con los piensos medicados con eritromicina. La eritromicina se utiliza en el tratamiento de la enfermedad bacteriana del riñón en los salmónidos y en las infecciones por estreptococos en especies destinadas al consumo y en las que no lo son. Se necesita permiso de la FDA para su uso en animales de abasto en EE. UU.
La administración de antimicrobianos en un tratamiento de baño no se suele recomendar debido a su eficacia desconocida o limitada y a los efectos ambientales perjudiciales (es decir, los antimicrobianos tienden a matar las bacterias nitrificantes en el biofiltro). La oxitetraciclina (100-400 mg/L durante 1 h, diariamente durante 10 días) tiene cierta eficacia cuando se administra en el baño. La oxitetraciclina en un tratamiento en el baño es quelatada por el agua dura y, por lo tanto, es ineficaz en los sistemas marinos. El enrofloxacino se ha utilizado en el baño a 2,5-5 mg/L durante 5 h, diariamente durante 7 días. Los cambios de agua se recomiendan después de un tiempo de contacto de 5 h, ya que el fármaco puede quelarse por agua dura. La kanamicina también se ha utilizado como tratamiento en el baño en dosis de 50-100 mg/L durante 5 h, repetidas cada 3 días durante tres tratamientos, con cambios de agua recomendados después de un tiempo de contacto de 5 h. La nefrotoxicidad es un problema en los peces tratados con aminoglucósidos. En la literatura se mencionan muchas otras opciones.
La inyección es la forma más eficaz de controlar la cantidad de antibiótico administrado a un pez. Se prefiere la vía intracelómica (ICe) a la vía IM. El enrofloxacino puede administrarse ICe a una dosis de 5-10 mg/kg, y la dosis más alta puede repetirse cada tres días, minimizando la manipulación. Se suelen recomiendan tres tratamientos. Cuando se usa enrofloxacino, se recomienda la dosis menos concentrada (22,7 mg/L), incluso para su uso en peces grandes, debido a las reacciones tisulares adversas con la dosis concentrada. Si el volumen de inyección es excesivo, se puede utilizar más de un lugar de inyección. Otros antibióticoss inyectables incluyen la amikacina (5 mg/kg, IM, cada 3 días durante un total de tres tratamientos). Como ocurre con otros aminoglucósidos, la nefrotoxicidad puede ser un problema La eritromicina (10 mg/kg/día, IM, durante 3 días) puede usarse para tratar infecciones grampositivas en peces grandes.
El uso de ungüentos tópicos que contengan antibióticos puede ser práctico en los peces domésticos. Algunos parecen absorberse con bastante rapidez, pero si se trata una herida importante, puede ser apropiado cubrirla con un compuesto impermeable. La aplicación frecuente de ungüentos antibióticos (p. ej., dos veces al día) puede funcionar bien para tratar las úlceras superficiales en los peces domésticos.
Uso de parasiticidas en peces de acuario
Varias marcas de formol (formaldehído al 37 % en solución acuosa, no formol al 10 % utilizada para la fijación de tejidos para histología) están aprobadas por la FDA como parasiticidas para su uso en peces y peneidos (de agua salada) ([XRef]). Estos productos a menudo se usan en forma de baño prolongado a una concentración de 15-25 mg/L. Es esencial mantener una aireación vigorosa durante el tratamiento con formol. Una concentración de 25 mg/L es igual a 2 gotas/3,8 L o 1 mL/38 L (útil para administrar formol a los peces de acuario).
La sal esta catalogada como de "bajo interés regulatorio" por la FDA y tiene múltiples usos en medicina acuícola, incluyendo la destrucción de los protistas y la manipulación de la osmorregulación. El agua de mar suele tener una salinidad de 32-37 g/L. Mediante el incremento o la disminución de la cantidad de sal a la que se expone a un pez de agua dulce o salada, se puede minimizar el estrés osmorregulador y eliminar muchos parásitos externos (véase el recuadro sobre el uso de baños de agua dulce o salada). Se recomienda una solución salina de 3–5 g/L de sal para el transporte de peces de agua dulce, ya que la mayoría de especies tolerarán esta concentración durante horas o días. El aumento permanente de la salinidad a 2-3 g/L en un sistema de agua dulce puede minimizar algunos protistas parásitos. Reducir la salinidad a 16-18 g/L puede ser muy útil cuando se tratan algunas enfermedades parasitarias, especialmente Cryptocaryon.
El uso de cobre en sistemas de agua dulce puede ser peligroso si la dosis no se calcula cuidadosamente. Debe conocerse la alcalinidad total del agua que se ha de tratar, ya que forma parte de la ecuación utilizada para calcular la concentración de cobre necesaria (consulte la información sobre sulfato de cobre en Acuicultura: otros fármacos quimioterápicos). En los sistemas de agua salada, el cobre se aplica algunas veces en una forma quelada porque se mantiene en mayor concentración. Los compuestos quelados pueden ser difíciles de usar con seguridad y requieren una cuidadosa vigilancia. El sulfato de cobre (CuSO4) puede usarse en el tratamiento de peces marinos, pero la concentración de iones de cobre activo (Cu2+) se debe controlar (existen equipos de control) y se debe mantener a 0,18-0,2 mg/L durante un periodo de 3 semanas. Cuando se usan productos de venta libre en acuarios marinos, se deben seguir las instrucciones de la etiqueta. Las concentraciones de Cu2+ deben analizarse al menos una vez al día, pero hay que tener en cuenta que los equipos de prueba de cobre deben seleccionarse por su capacidad para probar la forma de cobre que se está utilizando. El cobre es sumamente tóxico para los invertebrados y las plantas, por tanto, estos se deben extraer antes de tratar el agua. Finalmente, el cobre puede actuar sobre las bacterias nitrificantes de los biofiltros y puede esperarse un incremento transitorio de amoníaco y los nitritos durante semanas o meses tras al tratamiento. Está recomendada la monitorización del amoníaco y los nitritos hasta que remitan las concentraciones medibles.
Los organofosforados se han utilizado en los peces domésticos durante décadas para el control de monogéneos, crustáceos parásitos y sanguijuelas. Los organofosforados pueden usarse en sistemas de agua dulce, solo para peces ornamentales, en concentraciones de 0,25 mg/L como baño indefinido. La mayoría de los compuestos se venden como principio activo líquido al 37,3 %. La toxicidad y la eficacia se ven afectadas por el pH, con un pH más ácido se produce una mayor toxicidad. Por esta razón, puede ser necesario aumentar la dosis en los sistemas de peces ornamentales marinos (pH 8-8,3), con concentraciones de hasta 1 mg/L utilizadas en algunas instalaciones. Algunos veterinarios añaden atropina (0,1 mg/kg, PO, IM o IC) al alimento de peces sensibles de agua dulce y peces marinos de exhibición antes del tratamiento con organofosforados. Debido a las preocupaciones ambientales, los organofosforados no deben usarse en estanques al aire libre, a menos que existan disposiciones específicas para tal uso en la ley estatal y las supervise un veterinario. Después del tratamiento con organofosforados, la mayoría de las instalaciones retienen el agua hasta 96 h antes de permitir cualquier descarga, y los buzos suelen tener restringida la entrada a los acuarios de exhibición durante al menos 48 h. Los organofosforados no pueden usarse en los peces destinados al consumo en EE. UU.
El diflubenzurón es un inhibidor de la síntesis de quitina eficaz contra los gusanos ancla (Lernaea), piojos de los peces (Argulus) y otros parásitos crustáceos solo en peces de acuario. Se usa en forma de baño prolongado a una concentración de 0,03 mg/L. Tiene una semivida bastante larga (>1 semana), y el agua tratada debe retenerse durante 28 días y luego pasar a través de un filtro de carbón antes de su desecho.
El metronidazol se utiliza para controlar los protistanes intestinales y puede administrarse en un alimento o como un baño cuando el pez está anoréxico. Aunque es muy eficaz contra Spironucleus spp, el metronidazol no parece ser eficaz contra las infecciones gástricas con Cryptobia iubilans. Se puede administrar una concentración ~7 mg/L (~250 mg de metronidazol disueltos en 38 L de agua) diariamente durante 5 días. Se recomienda cambiar el agua diariamente pocas horas después del tratamiento. El metronidazol se puede administrar en forma de pienso medicado a una dosis de 50 mg/kg, PO, durante 5 días. El metronidazol no puede utilizarse en peces destinados al consumo en EE. UU.
Se han utilizado varios antihelmínticos para controlar los nematodos intestinales en los peces; sin embargo, la eficacia y seguridad no se conocen para muchas especies. El fenbendazol se ha utilizado a dosis de 25 mg/kg, administrado en los alimentos durante 3-5 días. Cuando se ha usado fenbendazol en un tratamiento en baño o por alimentación forzada, se ha producido una mortalidad elevada. Por consiguiente, este uso no se recomienda. Algunos clínicos también usan levamisol administrado en baño a una concentración de 2 mg/L. La administración se ha descrito en un tiburón gris (10 mg/kg, IM), así como en el alimento, aunque las dosis variaron ampliamente, desde 5-10 mg/kg hasta 300 mg/kg. Aunque la ivermectina tiene un bajo margen de seguridad y debe usarse con precaución, a menudo se ha utilizado en los alimentos a razón de 0,05 mg/kg. La emamectina también se ha utilizado en el alimento a 35 mg/kg una vez al día durante 14 días. Se ha descrito que tiene un margen de seguridad mayor que la ivermectina. Ninguno de estos antihelmínticos es legal para su uso en la alimentación de los peces en EE. UU.
El praziquantel es selectivo para los gusanos planos, por lo que se usa para controlar a los cestodos y a los monogéneos externos. La indicación más frecuente del praziquantel es en baño prolongado en los grandes acuarios marinos para el control de los monogéneos capsálidos. Se aplica a una concentración de 5 mg/L y puede permanecer activo durante varias semanas. El agua tratada debe pasar a través de un filtro de carbón activado antes de su desecho. El praziquantel también se puede administrar en dosis de 35-125 mg/kg, PO, durante un periodo de hasta 3 días o a corto plazo en forma de baño a una concentración de 10 mg/L durante 3 h. Se ha demostrado su eficacia en el pez rey de cola amarilla tratado con praziquantel a una dosis de 50 mg/kg/día, durante 7 días. El uso de praziquantel no está permitido en los peces destinados a consumo en EE. UU.
La cloroquina se ha utilizado para controlar los helmintos intestinales Amyloodinium spp en los peces marinos ornamentales. Se emplea en forma de baño prolongado a una concentración de 10 mg/L. La eficacia en sistema con recirculación ha sido buena; no obstante, prácticamente no hay datos acerca de los intervalos de tratamiento, el efecto sobre los biofiltros y otros datos básicos de mantenimiento. Se recomienda el examen semanal de los peces, incluida la biopsia del tejido infectado, para evaluar la eficacia del tratamiento. Algunos acuaristas han usado cloroquina (10-15 mg/L durante 7 días; puede ser necesario un seguimiento con 10 mg/L) junto con una disminución de la salinidad (16-18 g/L) como tratamiento para Cryptocaryon en peces marinos. Los resultados son variados, pero las ventajas incluyen una disminución del trabajo, siempre y cuando no se necesiten pruebas frecuentes del agua (como es el caso del Cu2+). El uso de cloroquina no está permitido en los peces destinados al consumo en EE. UU. El agua tratada debe pasar a través de un filtro de carbón antes de su desecho.
Inmersiones para eliminar ectoparásitos
Las inmersiones son útiles para eliminar algunos ectoparásitos, especialmente cuando se mueven peces de un lugar a otro. Independientemente de si se usan para peces de agua dulce o marinos, el pH y la temperatura del agua de inmersión deben ser los mismos que los del agua del tanque. Los peces de agua dulce se suelen exponer a una inmersión de 30 g/L durante 0,5-10 minutos, según la especie. Se dispone de menos información sobre la reducción de la salinidad para los peces marinos; sin embargo, se han utilizado baños de agua dulce que van desde 0-4 g/L. Si los peces muestran signos de malestar, que se suelen manifestar rodando de costado, deben retirarse inmediatamente del baño. Se debe tener precaución al trabajar con una nueva especie. |
Uso de anestésicos en peces de acuario
El metanosulfonato de tricaína (MS-222) es el anestésico más común utilizado en los peces y se usa para sedar, anestesiar o eutanasiar a los peces. Este producto cuenta con la aprobación de la FDA. Siempre se debe tamponar con bicarbonato de sodio en una proporción de 2 partes de bicarbonato de sodio por 1 parte de MS-222.
El eugenol y el aceite de clavo (un producto de venta libre, por lo general eugenol al 84 %) se han vuelto populares entre los entusiastas de los peces domésticos como anestésicos. Estos productos no están aprobados por la FDA para su uso en peces, y su uso en animales destinados al consumo está prohibido en EE. UU. Cuando se comparó el eugenol en concentraciones de 50, 100 y 200 mg/L con el MS-222 en el pacu rojo, se logró una inmovilización eficaz de los peces; sin embargo, había preocupación por la analgesia, la recuperación prolongada y su estrecho margen de seguridad, especialmente a concentraciones más altas. El uso de MS-222 y eugenol dio lugar a hipoxemia, hipercapnia, acidosis respiratoria e hiperglucemia en el pacu rojo. Un producto anestésico acuático con eugenol al 10 %1 está referenciado en EE. UU. como anestésico para peces ornamentales. El principio activo es el isoeugenol, pero la evidencia de carcinogenicidad en animales de laboratorio ha hecho que el uso de este producto en cualquier pez destinado al consumo esté estrictamente prohibido. El Fish and Wildlife Service de EE. UU. tiene un programa activo de Investigational New Animal Drug; bajo esta autorización de exención, los peces de agua dulce y marinos que se sedan para aplicaciones de campo con este fármaco pueden liberarse inmediatamente. Todos los demás usos tienen un periodo de retirada de 72 horas.
Referencias
AQUI-S, AQUI-S New Zealand Ltd, Melling, Lower Hutt 5010, New Zealand.
Eutanasia de los peces de acuario
Los veterinarios deben seguir las pautas de la AVMA para la eutanasia de animales. Cuando se usan sobredosis de MS-222 para la eutanasia, se debe determinar cuidadosamente el pH antes de su uso; el tampón de bicarbonato de sodio puede ser variable debido al tipo de agua utilizada para preparar la solución de eutanasia.
Consideraciones quirúrgicas
Cada vez más, la cirugía es una opción para el tratamiento de algunos problemas en peces domésticos o de exhibición, incluyendo las neoplasias, el fallo en la ovulación (es decir, peces "ligados al huevo") y la reparación de la vejiga natatoria por problemas de flotabilidad. La piel del pez no tiene el tejido subcutáneo que proporciona flexibilidad a los tejidos de los animales domésticos; por lo tanto, las heridas no se suelen tratar mediante cierre quirúrgico, sino que se dejan curar por segunda intención. La evaluación clínica antes de la cirugía es similar a la de otras especies, aunque puede haber más énfasis en el diagnóstico por imagen y menos en el análisis de sangre. La radiología y la ecografía funcionan muy bien en los peces y se recomienda el uso de estas técnicas antes de un procedimiento quirúrgico invasivo.
Existen descripciones en la literatura que muestran cómo se puede colocar un pez para un procedimiento quirúrgico. Para los animales más pequeños, como las carpas koi, se construye fácilmente una cama de espuma y se puede cubrir con algo tan simple como una envoltura de plástico transparente para que el pez no pierda piel, escamas o mucosidad por el contacto directo con la espuma. La cama se puede colocar sobre un acuario usando una bandeja de plástico con agujeros para permitir el drenaje del agua. Una bomba puede mover el agua que contiene una solución anestésica (por lo general MS-222) desde el acuario a través de un pequeño tubo o catéter y en contacto con las branquias del pez. Lo idóneo es controlar la concentración de oxígeno disuelto, la concentración de amoníaco y el pH de la solución anestésica. El pez puede cubrirse con un paño quirúrgico de plástico transparente (los paños para aves funcionan bien), seguido de una preparación mínima del lugar de la incisión. Puede ser suficiente arrancar escamas a lo largo de la línea de la incisión y limpiar cuidadosamente el área con un hisopo estéril empapado en solución salina (NaCl al 0,9 %) estéril. Se pueden usar soluciones desinfectantes muy diluidos, como la povidona yodada o la clorhexidina, pero si el pez está limpio, probablemente no sea necesario (o recomendado) porque el moco normal tiene propiedades importantes antibacterianas.
Las suturas absorbibles no se suelen recomendar en los peces, porque pueden persistir durante largos períodos (>1 año en algunos casos). El material monofilamento y una aguja con filo suelen funcionar bien. El patrón de sutura interrumpido simple funciona bien para cerrar la piel del pez, pero se pueden utilizar otras técnicas con éxito. Las suturas cutáneas deben retirarse cuando el lugar de la incisión haya cicatrizado, por lo general a las 3-4 semanas. Las grapas quirúrgicas se han utilizado con éxito en los peces. Los resultados con el uso de adhesivo tisular de cianoacrilato son variables debido a una reacción inflamatoria significativa observada en algunas especies. Si se usan antibióticos posoperatorios, el enrofloxacino administrado por vía inyección IC a una dosis de 5 mg/kg es una buena opción, pero solo puede administrarse a peces no comestibles. El butorfanol administrado a 0,1-0,4 mg/kg, IM, y el meloxicam, a 0,15 mg/kg, IM, se han utilizado para el control del dolor posoperatorio en peces no comestibles. Se recomienda encarecidamente aumentar la salinidad en los sistemas de agua dulce a 1-3 g/L durante los periodos de recuperación y curación. La mayoría de los peces de agua dulce deben poder tolerar una salinidad de 3 g/L de forma casi indefinida.
Cuarentena y bioseguridad
La cuarentena es muy recomendable para los peces domésticos y ciertamente para los animales destinados a exhibirse en acuarios públicos. Un periodo de 30 días es el tiempo mínimo para la cuarentena, pero pueden ser necesarios periodos más largos. Los animales en cuarentena deben manipularse solo cuando el contacto con todos los demás animales haya terminado durante el día. Los animales en cuarentena deben tener su propio equipo designado (redes, cubos, sifones, etc.) y mantenerse separados de otros animales. Se debe desinfectar el equipo y el calzado en los puntos de entrada al área de cuarentena.
Cuando se recibe al pez, se debe obtener una historia clínica completa sobre el tratamiento previo o los brotes de enfermedades. Los peces deben examinarse al principio del periodo de cuarentena; un examen visual puede ser suficiente, pero para especímenes valiosos se recomienda un examen clínico completo, incluyendo el registro del peso del animal y la realización de biopsias de branquias, piel y aletas. Los peces moribundos han de examinarse, y los peces muertos deben necropsiarse. El uso profiláctico de antibióticos puede estar justificado en algunos envíos, especialmente en especímenes marinos recientemente importados. El tratamiento con praziquantel para los monogéneos es a menudo prudente también en los peces marinos. Los carpines dorados suelen tener infestaciones significativas por monogéneos, y el tratamiento con formol o praziquantel puede ser apropiado. Los koi deben sponerse en cuarentena para prevenir la introducción del herpesvirus koi (HVK), una enfermedad grave y de declaración obligatoria, en las poblaciones asentadas. Las carpas koi deben mantenerse en cuarentena durante un mínimo de 30 días a una temperatura de 24 °C. Las carpas que enferman durante la cuarentena deben someterse a la prueba de detección del herpesvirus koi.
La cuarentena no es útil para algunos patógenos, pero eso no significa que no deba hacerse. Algunos ejemplos son las micobacterias, que en este momento no pueden detectarse con pruebas no letales, y muchos virus, microsporidios y mixozoos. Estas enfermedades suelen detectarse en la necropsia si los animales en cuarentena que mueren se examinan a fondo. La cuarentena es más útil para la detección de parásitos externos y algunos parásitos internos que pueden detectarse mediante el examen de las heces.
Consideraciones de bioseguridad para peces en el acuario doméstico
Por una inversión modesta, un aficionado puede instalar un acuario de cuarentena usando uno económico de ~40 litros, un filtro de esponja, una pequeña bomba de aireación y un calentador. Una vez que los peces han pasado la cuarentena, el acuario y el equipo deben desinfectarse y almacenarse secos hasta que se necesiten nuevamente. Durante el periodo de cuarentena, se deben usar redes separadas y mangueras de sifón exclusivamente para el acuario de cuarentena. Antes de comprar peces nuevos, el aficionado puede pasar el filtro de esponja previamente desinfectado en un acuario ya colocado que esté libre de enfermedades para inocular mediante la esponja bacterias nitrificantes. Esta práctica ayudará a evitar los problemas comunes de calidad del agua que se producen en los acuarios recién instalados.
Problemas habituales de la calidad del agua en los acuarios de aficionados
El síndrome del tanque nuevo es un problema de calidad del agua que suele producirse durante las primeras 6 semanas después de que un nuevo aficionado a los peces instale un acuario. Los propietarios suelen indicar que todo estuvo bien durante varias semanas, y que luego los peces se vuelven letárgicos, anoréxicos y mueren con frecuencia. Aunque los parásitos pueden estar presentes en los peces recién adquiridos, es fundamental realizar un análisis completo en una muestra de agua del acuario afectado. A menudo, el nitrógeno amóniadal total (NAT) o los nitritos, o ambos, son lo suficientemente altos como para producir toxicidad. El tratamiento debe incluir la disminución de la ración, cambios de agua, la adición de cloruro para la intoxicación por nitritos y comprobar que la biofiltración sea adecuada. Un biofiltro en una pecera tropical puede tardar hasta 8 semanas en llegar a establecerse. El síndrome del acuario nuevo puede evitarse mediante varios métodos. Un método, conocido como ciclo sin peces, consiste en preparar completamente el acuario, pero sin añadir peces; se añade amoníaco para lograr una concentración de al menos 1-5 mg/L. Esto iniciará el proceso cíclico, que debe controlarse mediante pruebas regulares de amoníaco, nitritos y nitratos. Una vez que no haya amoníaco ni nitritos, se pueden agregar los peces de forma segura. Otro método es agregar progresivamente algunos peces al acuario durante algunos meses, aunque esto puede dar lugar a concentraciones elevadas de amoníaco o nitrito si no se hace con cuidado, y esta práctica puede ser inhumana.
El síndrome del acuario antiguo puede producirse cuando los cambios de agua son pequeños y poco frecuentes. En algunos casos, no se intercambia agua y se agrega agua al tanque para reemplazar lo que se ha evaporado (la práctica de rellenar). Aunque esto puede ocurrir en cualquier acuario, es un problema frecuente en los acuarios habitados por grandes peces carnívoros. Estos peces ingieren grandes cantidades de alimentos ricos en proteínas, frecuentemente en forma de otros peces, y por consiguiente excretan grandes cantidades de NAT. En consecuencia, el biofiltro consume bicarbonato para transformar el NAT en nitritos y nitratos, y el agotamiento del bicarbonato disminuye la alcalinidad total. Esto da lugar a una caída gradual o repentina del pH. Si la disminución del pH es gradual, los peces se adaptarán al cambio lento a menudo sin signos externos de malestar. Si la disminución del pH es rápida, el resultado podría ser la muerte de los peces residentes (véase el recuadro para las aberraciones típicas de los parámetros de calidad del agua que se observan en este problema).
El síndrome del tanque viejo debe tratarse con cuidado. A menudo, el NAT será elevado debido a la insuficiencia de bicarbonato para el ciclo del nitrógeno, pero está en la forma no tóxica debido al bajo pH. Si los peces todavía están vivos, los parámetros de calidad del agua deben volver a la normalidad realizando pequeños cambios diarios de agua para evitar el shock por pH y la intoxicación por amoníaco que pueden darse a medida que aumenta el pH. A partir de ese momento, se deberían realizar cambios de agua regulares en el acuario para evitar la recidiva del problema.
Para más información
Consulte también la información para propietarios sobre consideraciones especiales para los peces.
