La sujeción física de las ratites es diferente para cada especie. La cabeza del avestruz se puede coger con la mano o con un gancho y se puede colocar una capucha sobre la cabeza. Una vez encapuchada, la cabeza del avestruz debe mantenerse por debajo del nivel de su cuerpo para evitar que patalee hacia adelante. Una patada de avestruz puede lesionar gravemente al manipulador y, una vez capturada, el ave rápidamente intentará retroceder y patear a cualquiera que esté frente a su cuerpo. Debido a que un avestruz retrocede cuando se sujeta su cabeza, un asistente debe colocarse detrás del ave para empujar mientras la persona que sostiene su cabeza conduce al avestruz hacia adelante. Los emús deben manipularse desde atrás, agarrando las alas y levantando al ave ligeramente hacia arriba y hacia atrás. Debe evitarse la parte delantera del ave para evitar lesiones con las garras de las patas, ya que, como ocurre con todas las ratites, los emús patearán hacia delante para intentar escapar. Los ñandús se manipulan como los emús. Algunos manipuladores usan capuchas para facilitar la manipulación de emús y ñandús, aunque esta técnica no es tan eficaz como lo es con los avestruces.
Las aves jóvenes desde los 4 meses a primalas se manipulan mejor si se reúnen tranquila y lentamente dentro de un cobertizo cercado. Si las aves no ven una escapatoria y se agrupan en una esquina, a menudo se sentarán si no se las asusta. Cuando se las conduce tranquilamente a un área cerrada, las aves jóvenes pueden sexarse, anillarse y desparasitarse fácilmente, y se pueden recoger muestras diagnósticas (p. ej., sangre). Si no existe ninguna zona cercada, se pueden utilizar paneles portátiles con madera contrachapada o plástico para agrupar a las aves en un espacio deseado.
Exploración física y de laboratorio de ratites
Antes de que un ave esté sujeta, se debe explorar mientras se mueve en su recinto para observar a distancia mientras anda/corre su conformación, marcha, condición corporal, ritmo respiratorio y su naturaleza, y los problemas relacionados con el comportamiento.
Se debe inspeccionar el recinto para detectar deposiciones y orina recientes. Los uratos verdes pueden ser una indicación de hepatitis, mientras que la materia fecal seca y dura es común en aves deshidratadas o que sufren impactación gastrointestinal. Se debe realizar una exploración de las deposiciones para detectar segmentos de cestodos y recoger una muestra para realizar una flotación fecal y una evaluación directa de los parásitos.
Se exploran los ojos y los senos para detectar cualquier descarga o tumefacción, y el pico y la cavidad oral se examinan para detectar cualquier lesión. Se palpa el cuello, especialmente en la zona de la entrada torácica, para detectar cualquier tumefacción.
Debe observarse la condición corporal general, que está determinada por la masa muscular epaxial, valorada en una escala del 1 al 9, donde 1 es emaciado y 9 obeso. Las plumas y la piel del ave siempre deben examinarse para detectar un comportamiento destructivo de las plumas, parásitos externos y lesiones. La evaluación de la cavidad celómica craneal debe acompañarse de la auscultación del corazón y de los sacos pulmonares/aéreos. El ritmo cardiaco y la frecuencia cardiaca se determinan durante la auscultación, así como al escuchar cualquier sonido anormal del pulmón y del saco aéreo mientras el animal está respirando. Se palpa el celoma caudal desde el ventrículo, el cual está situado inmediatamente caudal al esternón, hasta el proventrículo, que se localiza entre las patas. El celoma caudal se palpa y golpea ligeramente con los dedos para detectar cualquier evidencia de líquido celómico o huevos retenidos.
Por último, se realiza una exploración cloacal para verificar que la anatomía sea normal. Cuando esté indicado, se deben tomar muestras para realizar un cultivo microbiano de la tráquea, la cloaca y el oviducto caudal, y se debe extraer sangre para realizar un hemograma completo y un panel de bioquímica sérica. (Para los criterios de valoración de la hematología y la bioquímica sérica para avestruces, see Table # Valores hematológicos de referencia en huronesa y see Table # Rangos de referencia del análisis bioquímico sérico). La heparina sódica es el anticoagulante preferido tanto para el hemograma completo como para el panel de bioquímica sérica. Se debe preparar inmediatamente un portaobjetos para realizar una evaluación citológica.
Cortesía del Dr. Karen Hicks-Alldredge.
Cortesía del Dr. Karen Hicks-Alldredge.
Cortesía del Dr. Karen Hicks-Alldredge.
Las zonas recomendadas para realizar la venipuntura y la cateterización en los avestruces y ñandús son las venas ulnares cutáneas en la zona ventral de las alas y las venas metatarsianas mediales. En los emús, la vena yugular y la vena metatarsiana medial son los sitios de elección para obtener sangre. La venipuntura en la yugular de los avestruces es más difícil por su tamaño y porque un movimiento súbito del ave puede tener como resultado laceraciones y hemorragias. En las ratites debilitadas, incluso en avestruces, la cateterización (adultos, catéter de 14 G, 13 cm) de la vena yugular es sencilla y proporciona una entrada fácilmente accesible al sistema vascular. La vena yugular derecha está más desarrollada que la izquierda.
Anestesia en ratites
La sujeción química para la manipulación y los procedimientos quirúrgicos en las ratites usan los fármacos veterinarios habituales. La anestesia puede inducirse en aves más jóvenes con isoflurano o sevoflurano usando los mismos procedimientos que en pequeños animales. Se recomienda la intubación para el mantenimiento, pero el manguito no debe inflarse debido a la posibilidad de necrosis por presión (las aves tienen anillos traqueales completos que no se expanden con el manguito traqueal). Las combinaciones de xilacina y ketamina se suelen administrar para procedimientos cortos de inducción, seguidos de intubación y anestesia inhalatoria. La xilacina administrada a 2,5 mg/kg, IV, seguida, después de que se observe un efecto sedante, por ketamina a 1 mg/kg, es un método eficaz. Sin embargo, la xilacina tiene efectos depresores cardiorrespiratorios notables y no debe administrarse a aves gravemente enfermas. Además, la xilacina no se recomienda como premedicación para la anestesia por inhalación, porque puede potenciar mucho los efectos cardiodepresores de los agentes anestésicos inhalatorios.
Para la sedación química y la sujeción, los siguientes protocolos han tenido éxito en avestruces. Como sedante inicial, se puede administrar acepromacina (0,25 mg/kg, IM) o xilacina (1 mg/kg, IM). Después de esperar aproximadamente 20 minutos para que los sedantes hagan efecto, se puede administrar el agente anestésico. Si se usa acepromacina como agente preanestésico, se administran propofol (4 mg/kg, IV) o ketamina (5 mg/kg, IV) y diazepam (0,25 mg/kg, IV) o tiletamina/zolazepam (3 mg/kg, IV) para lograr una sedación completa. Si se usa xilacina como agente preanestésico, entonces la ketamina (5 mg/kg, IV) y el diazepam (0,25 mg/kg, IV) o la tiletamina/zolazepam (3 mg/kg, IV) son eficaces para la mayoría de los procedimientos a corto plazo que deben realizarse en el ave.
La recuperación puede ser más suave si el diazepam se administra en dosis de 0,2 mg/kg, IV o IM. La tiletamina/zolazepam es una alternativa de inducción para las ratites, a dosis de 2-10 mg/kg, IM, o 1-3 mg/kg, IV, con el límite de dosis más alto recomendado para emús y ñandús. Una vez que el ave se ha inducido, se debe colocar una almohadilla debajo del cuerpo durante todo el procedimiento para minimizar la neuropatía y la miositis. Los avestruces pueden desarrollar parálisis del nervio peroneo cuando se colocan en decúbito lateral, sin almohadillas, durante <1 h. El decúbito esternal no parece interferir en la respiración mientras están anestesiadas; sin embargo, el gran tamaño corporal de las ratites puede restringir su capacidad respiratoria. Por lo tanto, se recomienda la respiración manual o mecánica durante la anestesia general para reducir los efectos depresores cardiorrespiratorios de los agentes anestésicos gaseosos y de la compresión física del volumen del saco aéreo.
El cuello debe estar recto y la cabeza ligeramente elevada por encima del cuerpo durante la anestesia general. Las constantes vitales de las ratites deben controlarse mientras están bajo anestesia junto con la temperatura corporal (esofágica) para mantener la normotermia; se debe colocar una vía intravenosa para la administración de fármacos y líquidos. Durante la recuperación, el ave debe colocarse en un recinto oscuro, tranquilo, preferiblemente acolchado, en decúbito esternal. Envolver el cuerpo con las patas inmovilizadas debajo del animal mientras está en decúbito esternal permitirá que el ave se recupere con un esfuerzo mínimo.
Procedimientos quirúrgicos en ratites
Los procedimientos quirúrgicos en las ratites suelen estar relacionados con el tracto GI, la ortopedia y la reparación de traumatismos. La proventriculotomía para la extracción de cuerpos extraños y las impactaciones en especies de ratites es un procedimiento quirúrgico común. En los jóvenes, las incisiones se deben realizar cuidadosamente porque la pared abdominal es muy delgada. Para realizar una proventriculotomía, el ave se coloca en decúbito lateral derecho con la extremidad pélvica izquierda en abducción y apoyada caudalmente en un soporte. En los avestruces, el ventrículo se localiza caudal al proventrículo en la cavidad celómica; por lo tanto, la incisión quirúrgica para acceder a esta parte del tracto GI debe realizarse a través de un abordaje paramedial izquierdo, comenzando ~15 cm caudalmente a la quilla.
La extracción del saco vitelino por no absorción y/o infección es frecuente. La retención de huevos en las hembras se trata quirúrgicamente y a menudo se extraen varios huevos. Las cirugías ortopédicas se tratan como en otras especies con clavos, placas y yesos para la transfijación según sea necesario para la reparación de la fractura. La reparación de las laceraciones se realiza como en otras especies. Los desgarros del esófago superior por intento de enganche (captura) a menudo cicatrizan por segunda intención y, a menos que sean graves, no requieren reparación quirúrgica.
Como en todos los animales de producción, el coste de la corrección quirúrgica de muchas afecciones puede ser mayor que el valor comercial del animal. Los productores deben ser conscientes de los costes.
Nutrición de ratites
Hasta la fecha, se han realizado pocas investigaciones sobre la nutrición de las ratites. Las formulaciones de las dietas comerciales disponibles se basan en estudios llevados a cabo en África y Australia, así como en la extrapolación de la información disponible en otras aves domésticas. Las tendencias actuales apoyan la administración de un 14-20 % de proteína desde la salida de los pollos del cascarón hasta los 3 meses de edad, y reducir el nivel de proteína después de esos 3 meses. Los avestruces y los ñandús son fermentadores de intestino grueso y tienen capacidad de digerir fibra desde una edad temprana. Para una salud y unos resultados óptimos en la producción, se recomienda una ración apropiada formulada para avestruces, emús y ñandús. Los avestruces, los emús y los ñandús tienen sistemas digestivos significativamente diferentes y requerimientos nutricionales específicos para un crecimiento, reproducción y salud óptimos. El pasto de alta calidad se puede utilizar como suplemento de pastoreo para avestruces y ñandús. Los polluelos a los que se les permite eclosionar en el nido son coprofágicos, se comen las heces de sus padres en las primeras semanas de vida.
Vacunación de ratites
Protocolos de vacunación sugeridos para la ratita
Ratite | Enfermedad | Vacunación y calendario |
|---|---|---|
Avestruz | Viruela de la ratita | Vacuna comercial contra la viruela aviar
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Avestruz | Ántrax (Bacillus anthracis) | Vacuna para bovinos Sterne
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Avestruz | Clostridium perfringens tipo C y D | Vacuna comercial para ganado
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Emu | Encefalitis equina oriental, occidental, venezolana | Vacuna comercial equina con o sin tétanos
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Emu | Carbunco sintomático (Clostridium chauvoei) |
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Cuando esté indicado en una bandada de aves específica, se pueden utilizar bacterinas autógenas para Salmonella, Escherichia coli y las enfermedades clostrídicas; sin embargo, no es una práctica común, y estos productos pueden ser difíciles de obtener. Para los emús, se recomienda vacunar frente a la encefalitis equina. La vacuna contra la encefalomielitis equina oriental y occidental (EEE, EEO) inactivada, por pases en cultivo tisular, preparada y autorizada para su uso en caballos, y que puede contener antitoxina tetánica equina, ha protegido eficazmente a los emús contra la EEE y la EEO. Un protocolo de vacunación consiste en administrar IM una dosis equina inicial completa a las 6 semanas de edad, seguida de revacunaciones a las 10 semanas de edad y posteriormente a intervalos de 5 y 6 meses y antes y después de la época de reproducción (abril y septiembre). Se debe administrar una dosis de recuerdo cuando se identifican EEE o EEO en un perímetro de 16 de kilómetros alrededor de la instalación de producción o antes de la transferencia a un zona endémica. El protocolo de vacunación recomendado (emús) para Clostridium chauvoei (carbunco sintomático) que usa la vacuna para rumiantes con o sin antitoxina tetánica consiste en administrar una dosis inicial a los 2 meses de edad, seguida de una de recuerdo a los 3 meses y luego anualmente en abril después del final de la temporada de reproducción.
