Manejo de aves de compañía

Guacamayo azul y amarillo

Imagen

Cortesía del Dr. Sharman Hoppes.

Guacamayo rojo

Imagen

Cortesía del Schubot Exotic Bird Health Center.

Es deseable que los propietarios traigan un ave en su propia jaula para su examen, pero a menudo no es práctico. Como alternativa, se puede pedir a los propietarios que traigan fotos o vídeos de la configuración de la jaula, así como fondo de papel reciente del suelo de la jaula para que se puedan examinar los excrementos. La anamnesis debe incluir:

• Origen del ave y si está criada a mano o por los padres.

• exposición a otras aves o mascotas

• duración de la propiedad e historial de propietarios anteriores

• Tiempo pasado fuera de la jaula y si está supervisado.

• interacciones con humanos u otras mascotas

• exposición al aire libre

• marca de la jaula, tamaño y espacio entre barras

• Tipo de sustrato y con qué frecuencia se cambia.

• frecuencia de limpieza de la jaula, la comida y los bebederos

• ubicación de la jaula en el hogar

• temperatura y la humedad de la casa

• dieta ofrecida y alimentos consumidos

• cambios recientes en la dieta o el apetito

• Problema que presenta.

• problemas de salud previos

Examinar el ave de compañía

video

Tratamiento de mascotas exótic...

video

Guacamayo aliverde

Imagen

Cortesía del Schubot Exotic Bird Health Center.

El tiempo durante el cual un ave ha estado en la casa suele ser inversamente proporcional a la probabilidad de que la enfermedad se deba a una enfermedad infecciosa primaria. Las aves recientemente adquiridas o aquellas expuestas a otras aves fuera de la casa por medio de concursos o por la visita a lugares de venta de mascotas son más propensas a verse afectadas por enfermedades infecciosas. La malnutrición crónica y la infecciones secundarias son más frecuentes en aves que no se han expuesto recientemente a aves potencialmente infectadas. La malnutrición es una causa importante de enfermedad subclínica en las aves, que las predispone a infecciones secundarias.

Cacatúa de cresta de azufre

Imagen

Cortesía del Dr. Sharman Hoppes.

Carolinas o ninfas

Imagen

Cortesía del Schubot Exotic Bird Health Center.

Loro cuáquero

Imagen

Cortesía del Dr. Sharman Hoppes.

Los signos clínicos de la enfermedad pueden ser difíciles de detectar en las aves. Sin embargo, los propietarios astutos pueden reconocer pequeñas diferencias de comportamiento en su ave, como no vocalizar por la mañana o una menor interacción con los miembros de la familia. Estos cambios deben considerarse signos potenciales de la enfermedad. Los propietarios con menos experiencia o menos interacción con sus aves son menos propensos a notar signos tempranos.

Las plumas pueden enmascarar eficazmente incluso el adelgazamiento grave o la distensión abdominal. Los propietarios también pueden observar otros signos de enfermedad, como cambios en los excrementos o vocalizaciones, o si el ave duerme más. Los veterinarios que atienden pacientes aviares deben ser capaces de identificar especies comunes de aves de compañía (cacatúas, loros del Amazonas, guacamayos, cotorras, etc.) y estar familiarizados con los comportamientos normales específicos de cada especie. Por ejemplo, los loros de Pionus spp a menudo hacen ruidos rápidos de olfateo cuando están estresados que pueden confundirse con dificultad respiratoria.

El primer paso para realizar una exploración física de un ave de compañía es un examen observacional:

• actuar desde una distancia no amenazante

• Observar la frecuencia respiratoria y el esfuerzo, la presencia de respiración con el pico abierto.

• Observar la actividad mental: alerta, activa, ojos abiertos o cerrados.

• Observar la postura: posada, balanceo de la cola, posición de las alas, uso de una o ambas patas.

Se debe observar al ave en la jaula o transportín antes de la sujeción manual. Debe obtenerse una frecuencia respiratoria antes de su manipulación. La frecuencia respiratoria normal en reposo para las aves de compañía varía con el tamaño y la especie, con una frecuencia que varía en aves más pequeñas (<300 g) de 30-60 ventilaciones/min y en aves más grandes (400-1000 g) de 15-30 ventilaciones/min. Si el ave muestra signos de dificultad respiratoria, debe colocarse en una incubadora caliente y oxigenada antes de su sujeción.

Examinar el ave de compañía, s...

video

Inmovilización de la cotorra argentina

Imagen

Cortesía del Schubot Exotic Bird Health Center.

Las aves deben sujetarse de una manera que minimice el estrés y no cause miedo indebido. Si el ave está acostumbrada a que se la manipule, a menudo se puede colocar una toalla lenta y suavemente sobre el ave. Si un propietario ha trabajado con el ave en casa con una toalla, el veterinario puede pedirle que saque al ave y luego se la entregue para su examen o prueba. Reducir al mínimo el tiempo de sujeción, hablarle al ave en voz baja y moverse lentamente puede ayudar a reducir el estrés en muchas aves. Las cacatúas papilleras o criadas a mano a menudo pueden examinarse con una restricción mínima o nula. Muchas aves de compañía saldrán de la jaula o se posarán en una mano y se pueden envolver suavemente con una toalla. Algunas aves nerviosas pueden beneficiarse de la sedación para el examen y las pruebas diagnósticas. Las aves que no se manipulan rutinariamente (aves reproductoras o de pajarera) pueden tener que envolverse suavemente con una toalla directamente desde la jaula o el transportín.

La sujeción de las psitácidas implica la inmovilización de la cabeza, por lo general con el pulgar en un lado de la mandíbula y el índice o el dedo medio en el otro lado. Los pies y las remeras distales (plumas primarias del ala), si no están recortadas, se sostienen con la mano opuesta en los loros medianos y grandes. Esto deja el tórax y el abdomen libre para expandirse con la respiración. Si la plumas primarias del ala se han recortado, puede ser útil una toalla para prevenir que agiten las alas durante la sujeción. Las aves deben observarse de cerca durante la sujeción; todas las aves pueden estresarse, y las aves obesas pueden sobrecalentarse, especialmente cuando se sujetan con una toalla. Si aumentan las respiraciones o se dificultan, o si el ave se debilita, el ave debe devolverse a su jaula.

Tan pronto como se haya inmovilizado al ave, se debe palpar el buche para determinar si hay comida o líquidos presentes. Si el buche está lleno, se debe vigilar al ave para detectar cualquier signo de regurgitación durante la sujeción. Puede ser necesario retrasar los procedimientos de diagnóstico hasta que el buche se vacíe. Un peso exacto es fundamental para controlar la salud, la condición corporal y la recuperación de la enfermedad y para determinar la fluidoterapia, las necesidades nutricionales y las dosis de medicación.

Examen del ave de compañía, ex...

video

Las orejas, los ojos, las narinas y la cavidad oral deben examinarse y aparecer limpias, sin exudados, masas o tumefacciones. La coana del techo de la cavidad oral debe tener una papila afilada intacta. La papila coanal roma puede ser un síntoma de deficiencia de vitamina A. El exudado alrededor de las narinas puede indicar infección respiratoria o de los senos nasales, y los restos en las plumas de la cabeza o la cara pueden indicar vómitos o regurgitación. Debe prestarse atención al estado de las plumas y la piel, incluyendo la simetría y la integridad del pico y las uñas. El sobrecrecimiento del pico y las uñas puede indicar un mal cuidado o nutrición o enfermedad hepática. El tegumento de los pies debe estar intacto, sin desgaste excesivo, calloso o ulcerado. El desgaste excesivo de la superficie plantar de los pies puede indicar un posado inadecuado o una mala nutrición. El desgaste excesivo o la callosidad unilateral pueden indicar un problema con el pie contralateral.

Marcado de la quilla

Imagen

Cortesía del Dr. April Romagnano.

Se puede determinar la condición corporal mediante la palpación de los músculos pectorales. A menudo se usa un sistema de puntuación de la quilla de 1-5, en el que 1 se considera emaciado, 1+ muy delgado y 5 obeso; 3 es una puntuación apropiada para la mayoría de las aves de compañía. Las aves muy obesas pueden depositar grasa sobre el cuello, los muslos y la cavidad abdominal. Las alas y las patas deben extenderse y flexionarse completamente, y la fuerza de agarre debe ser simétrica.

Vísceras, periquito

Imagen

Ilustración del Dr. Gheorghe Constantinescu.

La frecuencia respiratoria debe controlarse durante todo el examen; las respiraciones pueden aumentar con hipertermia, estrés u obesidad. Las respiraciones deben normalizarse en 3-4 minutos después de la liberación del ave. La frecuencia cardiaca es rápida en aves inmovilizadas; por lo general, un loro grande tendrá una frecuencia cardiaca de >250 latidos/min cuando está inmovilizado. Pueden aparecer arritmias, pero pueden ser difíciles de categorizar debido a la rápida frecuencia cardiaca. La cloaca debe tener suficiente tono para proporcionar el cierre ajustado, la piel debe estar húmeda y las plumas del vientre limpias.

Los propietarios solicitan con frecuencia el recorte del vuelo. La comunicación con los propietarios sobre el recorte del vuelo es vital, y debe incluir el grado y el propósito del recorte. Si los propietarios pueden proporcionar un entorno seguro para el vuelo, puede que no se recomiende el recorte de las alas. El vuelo es un comportamiento natural y proporciona ejercicio.

Recorte de alas y uñas, aves d...

video

Los propietarios pueden asumir que el recorte de las plumas de las alas es necesario a intervalos regulares. En cautividad, sin embargo, la frecuencia con la que se mudan las plumas varía en función de la nutrición, la exposición a la luz solar natural, el fotoperiodo y la humedad. Se debe insistir en el hecho de que un recorte del ala es un impedimento para el vuelo, pero no garantiza la imposibilidad de vuelo. Un ave que dentro de la casa solo puede desplazarse por el suelo, cuando está fuera de la casa podría volar en un día con mucho viento. Si se realiza un recorte del ala, solo se deben recortar las plumas de vuelo primarias; el número de plumas recortadas se basa en el peso y la capacidad de vuelo de cada ave. Las aves más pesadas suelen necesitar menos plumas y las más ligeras necesitan más.

Los tipos básicos de molduras de alas son:

1. Eliminar las 4-7 plumas primarias distales de ambas alas, por debajo del nivel de las plumas cobertoras. El número de las plumas que deben extraerse es inversamente proporcional al peso del ave.

2. Dejar 1-4 plumas primarias distales y retirar las primarias restantes de ambas alas. Este recorte no es tan popular actualmente, pero algunos propietarios lo han usado durante años.

No se recomienda recortar las plumas de una sola ala.

Los recortes excesivamente agresivos de las alas, especialmente cuando se realizan al mismo tiempo que el recorte de las uñas, pueden causar daños físicos y psicológicos a las aves. La falta repentina de estabilidad y elevación puede hacer que las aves caigan, lesionando posiblemente la carina de la quilla o el pico. Esta falta de estabilidad puede provocar serios problemas de comportamiento, especialmente en aves jóvenes que están aprendiendo a volar.

El corte de uñas se solicita a menudo, frecuentemente por comodidad del propietario y no debido al verdadero sobrecrecimiento de las uñas. Dado que el recorte de las uñas disminuye la estabilidad del ave y aumenta la posibilidad de que se caiga de su percha, cortar la punta en forma de aguja y dejar suficiente uña para permitir un agarre estable puede ser una solución razonable.

Hay varios tipos de material que se puede utilizar para el corte de uñas, según el tamaño del ave. Los cortadores de uñas para humanos funcionan bien para cortar las puntas de las uñas de aves muy pequeñas. Los cortadores de uñas para gatos, los cortadores de uñas de White y los taladros equipados con cabezas de limar son todos útiles. Las herramientas de limar son también excelentes para retirar el exceso de la queratina que puede acumularse en las superficies laterales del pico. El recorte del pico a veces es necesario debido a un sobrecrecimiento del pico superior o inferior. Las aves con deformaciones en el pico a menudo tienen deficiencias nutricionales subyacentes, enfermedad o traumatismos previos. Las aves sanas provistas de superficies abrasivas adecuadas, raramente requieren el recorte del pico.

En décadas anteriores, cuando los loros se importaban ampliamente, se usaban bandas de acero enrolladas para identificar el lugar en el que se les ponía en cuarentena. Actualmente la mayoría de las aves están anilladas (usando anillas cerradas) desde polluelos para la identificación individual. Las anillas representan ciertos peligros para el ave, pero su retirada también supone cierto riesgo si no está disponible el equipamiento apropiado. Las anillas abiertas (presencia de espacio) de cuarentena de acero laminado son sumamente fuertes y requieren para su extracción un cortador de pernos grande con bordes afilados. Las bandas de aluminio cerradas que se colocan en las aves jóvenes criadas en cautiverio deben estabilizarse para evitar que se tuerzan durante el corte. Estas bandas requieren dos cortes para quitarlas; un instrumento afilado y correctamente diseñado para su extracción reduce el riesgo de traumatizar la pata. Las bandas circulares de plástico se pueden eliminar de la misma manera.

La aplicación de microchips está reemplazando o aumentando la colocación de anillas como método de identificación. El método estándar para la colocación de microchips en aves psitácidas es en la musculatura pectoral izquierda. Han sido infrecuentes las reacciones adversas o los fracasos en las aves; la aplicación intramuscular reduce el riesgo de migración del microchip. Se puede implantar un microchip de tamaño estándar de forma segura en loros más grandes con buena masa muscular (>150 g). El mini microchip se recomienda para aves más pequeñas (<150 g). El implantador debe dirigirse en dirección caudal (hacia abajo) y se debe utilizar presión digital y pegamento tisular para sellar el lugar de implantación.

Las pruebas hematológicas y el análisis bioquímico del plasma son especialmente importantes en aves, porque el examen físico tiende a ser menos revelador que en otros animales. La cantidad de sangre que se puede extraer depende del peso y la salud del ave. La extracción de sangre debe limitarse al 1 % del peso corporal. La sangre se suele obtener de la vena yugular derecha, la cual es mayor que la izquierda. También se puede utilizar la vena basílica (ala), pero es propensa a la formación de hematomas. En aves psitácidas medianas o grandes, aves acuáticas y aves domésticas, la vena metatarsal medial puede utilizarse. Recubrir una jeringa con un anticoagulante antes de la recogida puede ser útil en especies más pequeñas, en las que la extracción sanguínea puede llevar más tiempo, pero puede causar artefactos en el frotis sanguíneo, lo que afecta el recuento diferencial de células.

Recolección de sangre, cacatúa

video

El hematocrito normal varía entre las especies de psitácidas. Por ejemplo, las ninfas suelen tener más alto el hematocrito que muchas otras especies, en torno al 50-55 %. Las cacatúas (Cacatua spp), sin embargo, a menudo tienen un hematocrito en el rango del 40-45 %.

La anemia puede estar causada por pérdida de sangre o disminución de la producción. La pérdida de sangre puede producirse en casos de traumatismo o enfermedad orgánica grave o en casos idiopáticos como el síndrome hemorrágico del conuro. La respuesta a la anemia por pérdida de sangre puede incluir la presencia de eritrocitos inmaduros y anisocitosis junto con un aumento de la policromasia. La disminución de la producción de eritrocitos puede darse con cualquier enfermedad crónica, y la anemia es a menudo no regenerativa. La ingestión de tóxicos como el plomo o el aceite pueden causar anemia hemolítica.

La policitemia es rara en aves y se define como un hematocrito >70 %. Se ha descrito en aves con enfermedades respiratorias crónicas y en guacamayos con síndrome de hipersensibilidad pulmonar, una afección que se produce en guacamayos alojados en áreas mal ventiladas con aves que producen grandes cantidades de plumón en polvo, como las cacatúas, las ninfas y los loros grises africanos.

Los eritrocitos aviares están nucleados, por lo que los métodos tradicionales utilizados para determinar los recuentos de leucocitos en sangre de mamíferos no son adecuados. Varios diluyentes están disponibles y permiten una determinación precisa de los leucocitos. Los recuentos estimados de leucocitos son menos exactos, pero pueden ser útiles cuando el individuo que realiza la estimación logra frotis sanguíneos de calidad y grosor consistentes. Los recuentos normales de leucocitos varían con las especies y la edad. Las ninfas o carolinas adultas a menudo tienen un recuento total de leucocitos de 4000-7000 × 10³/mcL. Los recuentos leucocitarios de los guacamayos adultos suelen estar en el límite superior del rango normal aviar (12 000-15 000 × 10³/mcL). Los leucogramas por estrés son frecuentes en los loros después del transporte y la manipulación.

Una leucocitosis y el recuento diferencial o los tipos de leucocitos que están aumentados pueden ayudar a identificar la enfermedad subyacente y proporcionar una indicación de las causas más probables. El recuento diferencial en las aves puede verse afectado por enfermedades bacterianas, fúngicas y virales, así como por toxinas. Los tipos de leucocitos aviares son heterófilos, eosinófilos, monocitos y basófilos.

Los heterófilos son equivalentes a los neutrófilos de los mamíferos, con la misma función. Los heterófilos aviares contienen enzimas lisosómicas y son bactericidas y fagocíticos. Son las primeras células en responder a cualquier proceso patológico infeccioso o inflamatorio. En lugar de formar un material líquido purulento, los heterófilos aviares forman un material caseoso espeso. Este material caseoso es luego amurallado por macrófagos y tejido fibroso para formar un granuloma. La heterofilia puede producirse durante la infección o por estrés. La heteropenia a menudo se asocia con una infección generalizada o una enfermedad viral.

Los linfocitos actúan en la producción de anticuerpos y antígenos y en las reacciones inmunitarias celulares y humorales. La linfocitosis puede darse en infecciones crónicas (clamidias, fúngicas, micobacterianas) o con neoplasias linfoides. En algunas especies (p. ej., canarios y loros del Amazonas), hasta el 70 % de los leucocitos suelen ser linfocitos. La linfopenia se asocia a menudo con enfermedades víricas (p. ej., circovirus o poliomavirus) o sepsis.

La monocitosis a menudo se asocia con enfermedades granulomatosas crónicas como la infección por clamidia, hongos o micobacterias. La eosinofilia se ha descrito con enfermedades parasitarias y también se ha asociado con reacciones de hipersensibilidad retardada. La basofilia puede producirse durante afecciones inflamatorias e infecciones crónicas.

Las diferencias fisiológicas en las aves crean variaciones de los valores normales aceptados en mamíferos para muchas mediciones bioquímicas. Debido a la excreción de ácido úrico en lugar de la urea como producto primario del metabolismo de las proteínas, los niveles de ácido úrico son significativamente más altos en las aves que en los mamíferos, mientras que el nitrógeno ureico sanguíneo es significativamente inferior. El ácido úrico puede aumentar en la enfermedad renal grave o con gota articular. La deshidratación grave puede aumentar los niveles de ácido úrico, pero los niveles vuelven a la normalidad con la rehidratación. No hay indicadores bioquímicos fiables disponibles actualmente para detectar un deterioro renal temprano.

La glucosa sérica o plasmática es más alta en las aves que en los mamíferos, con valores de 250-400 g/dL, según la especie. Los niveles que indican diabetes también varían según las especies y los individuos, pero a menudo son >700-800 g/dL.

Se suelen medir las concentraciones de AST y LDH; las concentraciones normales en las aves (AST, 10-400 U/L; LDH, 75-450 U/L) son varias veces superiores a las de los mamíferos. La determinación de la concentración de creatina cinasa (CK) se realiza a menudo de forma simultánea para diferenciar los valores aumentados de concentración de AST debidos a necrosis muscular de los debidos a lesión hepática. La LDH es una enzima de vida corta y su uso se limita a la detección de necrosis hepática. Las concentraciones de ALT son muy bajos en comparación con los de los mamíferos (5-15 U/L); sin embargo, los niveles elevados pueden indicar necrosis hepatocelular.

Las aves tienen bajas concentraciones de bilirrubina reductasa; por tanto, la concentración de bilirrubina total suele ser muy baja y los incrementos con enfermedad hepática no son constantes (concentración de bilirrubina total, rango de referencia de 0-0,1 mg/dL). Las aves se vuelven ictéricas con la enfermedad hepática; excretan biliverdina a través de los riñones, dando lugar a uratos amarillos o verde lima. Las mediciones de ácidos biliares son indicadores útiles de la función hepática, con niveles <100 micromoles/L considerados normales para la mayoría de las especies aviares (según el laboratorio). El establecimiento de valores de referencia para diferentes especies de aves mejorará la utilidad de los análisis de ácidos biliares.

Los valores de calcio y fósforo son similares a los de los mamíferos. Estos niveles pueden aumentar hasta tres veces en la hembra que se está preparando para poner huevos (es decir, calcio ~30 mg/dL y fósforo >10 mg/dL), por lo general con un rango relativamente normal de estos minerales. Los sólidos totales medidos con un refractómetro son significativamente menores en las aves que en los mamíferos, con valores normales de 3-5,5 g/dL para muchas especies. Los sólidos totales también pueden aumentar en hembras reproductivamente activas.

Los valores de referencia de colesterol y triglicéridos todavía se están evaluando, pero los valores de referencia son ~180-250 mg/dL para el colesterol y 51-120 mg/dL para los triglicéridos. Se han descrito niveles elevados de triglicéridos y colesterol en aves alimentadas con una dieta rica en grasas. También pueden observarse niveles altos en hembras reproductivamente activas y pueden ser un factor de riesgo en aves que desarrollan aterosclerosis. Se ha demostrado que los ácidos grasos omega-3 añadidos a la dieta, así como la restricción dietética y la conversión a una dieta granulada, reducen la hipertrigliceridemia y la hipercolesterolemia.

• Para la mayoría de los medicamentos, las inyecciones subcutáneas son tan eficaces como las intramusculares, sin la necrosis muscular asociada.

• Los fluidos deben calentarse a 38,8-41 °C.

• los puntos de administración subcutánea incluyen el flanco lateral, la membrana inguinal y la espalda.

• las inyecciones intramusculares se administran en los músculos pectorales en la mayoría de las aves de compañía.

• Los catéteres intravenosos permanentes pueden colocarse en la vena yugular, basílica o metatarsiana medial.

• Los catéteres intraóseos se suelen colocan en el cúbito tibiotarsiano proximal o distal.

Las inyecciones se pueden administrar por varias vías. Las inyecciones SC se emplean para la administración de fluidos, algunas vacunaciones y muchos medicamentos de rutina, como los antimicrobianos. La mayoría de los estudios han demostrado que la vía subcutánea es tan eficaz como las inyecciones intramusculares para la mayoría de los fármacos, sin la necrosis muscular asociada. Para asegurarse de que el medicamento o los fluidos que se están inyectando se están depositando realmente vía subcutánea, debe visualizarse claramente la piel; se recomienda el uso de alcohol para humedecer la piel y las plumas para ayudar en la visualización. Las jeringuillas de insulina (50U o 0,5 mL) de agujas de calibre 27 son muy útiles para la dosificación exacta cuando se deben administrar pequeñas cantidades.

Los líquidos subcutáneos se usan a menudo en aves. Para maximizar su absorción y minimizar las molestias, los fluidos deben calentarse a 39-41 °C. Los puntos de administración incluyen el flanco lateral, la membrana inguinal y la espalda. Los líquidos de mantenimiento se estiman en 50-100 mL/kg/24 horas. En aves deshidratadas, la mitad del déficit de líquidos se administra durante las primeras 24 horas y la mitad restante durante las siguientes 48 horas.

Las inyecciones IM se administran en los músculos pectorales en la mayoría de las aves de compañía; los músculos de las patas también se utilizan en algunas especies, en particular en aves rapaces. Las fibras musculares de las aves están más vascularizadas y más concentradas que en los mamíferos, haciendo que la necrosis muscular y la inyección IV accidental sean más probables.

Las inyecciones IV están a veces indicadas en aves. Los medicamentos que suelen administrarse por vía intravenosa son los antimicrobianos, la anfotericina B, la quimioterapia, los medios de contraste y los fluidos.

Los catéteres de teflón se pueden colocar en la vena yugular, basílica o metatarsiana medial para infusión continua o administración intermitente de fluidos. Los catéteres intraóseos (IO) también se pueden introducir, por lo general en la parte proximal del hueso tibiotarsal o cúbito distal. Se puede utilizar una aguja hipodérmica estándar (suele ser del calibre 25 para la entrada inicial, seguida por una segunda aguja del calibre 22 que se sutura en su lugar) o una aguja espinal con estilete para las aves más grandes. Sin el estilete o la segunda aguja, se puede obstruir la aguja por un tapón óseo. El catéter IO o IV se irriga de modo intermitente con solución salina calentada cuando se interrumpe la administración de fluidos. El mantenimiento de un catéter intravenoso en un paciente aviar puede ser un desafío, y los catéteres intraóseos son a menudo preferibles para la fluidoterapia a largo plazo. Sin embargo, la fluidoterapia a través de catéteres intraóseos puede ser dolorosa.

La alimentación por sondaje del buche puede usarse para satisfacer las necesidades calóricas en aves anoréxicas y es un medio eficaz para proporcionar apoyo nutricional a muchas aves. Existen fórmulas comerciales disponibles y es conveniente usarlas. Se debe establecer una hidratación adecuada y una temperatura corporal normal (39-41 °C) antes de iniciar la alimentación sondada para evitar la desecación del alimento del buche y la estasis GI. La fórmula de alimentación por sonda debe administrarse a una temperatura de 38,8-40,5 °C. En aves adultas con buche, por lo general se pueden administrar 30 mL/kg de 3 a 4 veces al día. Los pollos tienen un buche más distensible y pueden albergar ~10 % de su de peso corporal en cada alimentación (100 mL/kg).

Los medicamentos orales pueden añadirse durante la alimentación sondada o darse directamente en el pico. La técnica de agarrar al ave de tal manera que la medicación se administre en la comisura del pico y avance sobre la lengua minimizará el estrés, la pérdida de medicamento y el peligro de aspiración.

La medicación de las aves puede ser bastante difícil para los propietarios; envolver al ave en una toalla para administrarle la medicación puede ser estresante tanto para el ave como para el propietario y, en algunos casos, afectar negativamente al vínculo humano-ave. La combinación de medicamentos para hacerlos más concentrados y agradables al paladar puede ser muy útil cuando se administran medicamentos orales. Mezclar el medicamento con sabor con sus alimentos favoritos, zumo o papillas también puede ayudar a asegurar el cumplimiento. Alentar a los propietarios a entrenar a sus aves para que acepten líquidos en una jeringa antes de la enfermedad ayuda a facilitar la medicación cuando sea necesario.

Los medicamentos administrados en el agua solo están indicados en circunstancias especiales, como en bandadas de aves pequeñas o aves de pajarera no acostumbradas a la manipulación, o en casos especiales en los que el propietario no puede manipular un ave. El enrofloxacino y la doxiciclina en el agua de bebida suelen proporcionar niveles sanguíneos adecuados para su eficacia. Sin embargo, la falta de una dosificación precisa, la estabilidad de la medicación y la palatabilidad hacen que esta vía sea indeseable en la mayoría de casos.

A veces es preferible la sedación para los procedimientos de diagnóstico o tratamiento para reducir el estrés y minimizar el miedo. El midazolam administrado a 0,5-1 mg/kg, IM, o 1-2 mg/kg intranasal (IN) es un protocolo de sedación seguro y eficaz en la mayoría de las aves de compañía; se puede administrar flumazenilo (0,02-0,1 mg/kg, IM o IN) para revertir los efectos. Si se cree que el ave tiene dolor o malestar, se puede administrar butorfanol (0,5-3 mg/kg, IM o IN, según la especie) solo o con midazolam. Los loros del Amazonas a menudo requieren las dosis más altas (2-3 mg/kg) de butorfanol, mientras que las rapaces necesitan la dosis más baja (0,5 mg/kg). La anestesia con isoflurano o sevoflurano administrada por máscara facial también se puede usar sola o junto con sedación para los procedimientos más prolongados o los tratamientos dolorosos.

La intubación en aves es relativamente fácil, porque la ausencia de epiglotis facilita la visibilidad de la abertura traqueal y aritenoides. El ayuno antes de la anestesia debe tener una duración mínima; son adecuados los ayunos de 4-6 h. Al margen de la duración del ayuno, el buche debe palparse para determinar la presencia de alimentos o líquidos antes de la anestesia. El retraso en el vaciado del buche es frecuente en aves clínicamente enfermas. Si la anestesia debe administrarse a un ave con alimentos o agua remanente en el buche, el líquido debe extraerse mediante un tubo de alimentación, si es posible, y la cabeza debe permanecer elevada durante la anestesia, esté el ave intubada o no.

Los tubos endotraqueales deben ser sin balón, porque la ausencia de un ligamento traqueal aumenta el riesgo de necrosis traqueal si el balón está sobreinflado. Incluso un tubo sin balón puede causar lesión traqueal o necrosis; por lo tanto, después de la intubación del ave, se debe minimizar el movimiento de la cabeza. Se puede utilizar un ventilador para animales pequeños en la mayoría de las aves de hasta 100 g, pudiendo mejorar mucho la ventilación durante la anestesia. Si no se dispone de un ventilador mecánico, la ventilación manual de presión positiva intermitente aumentará la oxigenación en las aves anestesiadas. Un capnógrafo, pulsioxímetro y Doppler también son útiles para la monitorización anestésica.

La temperatura corporal normal de la mayoría de las psitácidas es de 39-41 °C. Las aves tienden a perder calor corporal rápidamente cuando están anestesiadas, y mantener la temperatura corporal durante una anestesia prolongada o cirugía es crucial para la recuperación. Las aves con pérdida de plumas tienen mayor riesgo de sufrir hipotermia. Se pueden utilizar eficazmente mantas para calentar el agua debajo del ave o productos especiales para calentar al paciente para mantener la temperatura corporal. Siempre que se anestesie a un ave, se debe disponer fácilmente de una hoja de medicamentos de emergencia.

La gestión ambiental es muy importante; las aves gravemente enfermas se benefician enormemente del aumento de la temperatura y la humedad ambientales (p. ej., el uso de incubadoras comerciales temperatura y humedad controladas). Los termómetros digitales con sondas remotas pueden proporcionar una monitorización precisa de la temperatura ambiental. Una localización tranquila, alejada del sonido de ladridos de perros y otras actividades ruidosas, disminuyen el estrés.

La disposición de la jaula puede ser fundamental para las aves enfermas. Si se proporciona una percha, la comida y el agua deben estar elevadas para que así el ave pueda tener acceso fácil sin necesidad de tener que bajar de la percha. A menudo, es mejor eliminar todas las perchas de la jaula de un ave enferma y colocar el recipiente de comida y agua en la base de la jaula para que el ave tenga fácil acceso y no gaste energía simplemente tratando de mantener una posición posada.

Aunque la nutrición aviar ha mejorado mucho en las últimas décadas, las enfermedades nutricionales siguen siendo comunes en las aves de compañía. La disponibilidad de dietas formuladas y papillas comerciales ha sido fundamental para mejorar la salud nutricional de las aves, pero muchas aves todavía reciben dietas inadecuadas. Las dos razones más comunes de malnutrición en las aves de compañía son la alimentación con dietas que permiten a las aves elegir lo que quieren comer (ya sean mezclas de semillas/nueces y granulados, o alimentos de personas que el propietario considere saludables) y la alimentación con dietas únicas o basadas en semillas. La alimentación con una mezcla de granulado y semillas también es común, dando lugar a una alimentación selectiva y, en consecuencia, a un consumo inadecuado de nutrientes.

Antes de la disponibilidad de las dietas granuladas, la mayoría de las aves se alimentaban con una mezcla de semillas rica en grasa y deficiente en calcio, vitamina A y otros nutrientes. La formulación de dietas granuladas ha mejorado significativamente la salud de las aves. La dieta recomendada para loros más grandes es un 80 % de gránulos con un 10-15 % de verduras saludables y un 5-10 % de frutas frescas. Las semillas y los frutos secos se pueden dar ocasionalmente como golosinas o para entrenamiento. Para la mayoría de las aves pequeñas (periquitos, ninfas, agapornis), se recomienda un 40-50 % de gránulos y un 30-40 % de semillas con un 10-15 % de verduras saludables y un 5-10 % de fruta fresca.

• Consulte también la información para propietarios sobre cuidado y cría de aves de compañía.