Clamidiosis en animales

Las bacterias que causan clamidiosis pertenecen al orden Chlamydiales, que consiste en bacterias intracelulares obligadas, gramnegativas, con un ciclo de desarrollo bifásico que puede infectar a hospedadores eucariotas.

La familia Chlamydiaceae contiene un solo género, Chlamydia, que comprende 14 especies reconocidas: C abortus, C psittaci, Chlamydia avium, C buteonis, C caviae, C felis, C gallinacea, C muridarum, C pecorum, C pneumoniae, C poikilotherma, C serpentis, C suis y C trachomatis. También hay tres especies de Candidatus conocidas estrechamente relacionadas (es decir, taxones no cultivados): Candidatus Chlamydia ibidis, Candidatus Chlamydia sanzinia y Candidatus Chlamydia corallus.

Las infecciones por clamidias se encuentran en la mayoría de los animales y pueden provenir de varias especies, en ocasiones al mismo tiempo. Aunque muchas especies tienen un hospedador o reservorio natural, se ha demostrado que muchas atraviesan las barreras del hospedador natural. La investigación ha identificado uno de los genes que permite a las especies de clamidias obtener nuevo ADN de su entorno circundante para protegerse de las defensas del hospedador y al mismo tiempo replicarse en gran número para que pueda extenderse a las células circundantes.

La clamidiosis tiene una distribución mundial y causa una amplia gama de enfermedades en humanos, animales de abasto, animales de compañía, mamíferos silvestres, aves, reptiles, anfibios y especies acuáticas. Los microorganismos pueden transmitirse por la manipulación directa de animales y tejidos infectados, por la inhalación de heces secas en aerosol o secreciones respiratorias, u otra exposición.

La transmisión zoonótica directa de las especies de clamidia C abortus y C psittaci está bien reconocida. Las especies C suis, C caviae, C felis, C pecorum y C gallinacea también se han aislado en humanos, aunque la importancia de los hallazgos en relación con los signos clínicos de clamidiosis permanece indeterminada.

En humanos, C trachomatis es la causa principal de ceguera infecciosa e infecciones de transmisión sexual, y existen pruebas de que causa enfermedades cardiovasculares, trastornos neurodegenerativos y enfermedades respiratorias. C pneumoniae se encuentra en poblaciones humanas de todo el mundo y causa enfermedad respiratoria con transmisión de persona a persona a través de aerosoles.

C abortus es el agente causal más común de aborto enzoótico en ovejas y cabras, sus principales hospedadores reservorios. Se ha descrito en numerosas especies, incluyendo gatos, ganado vacuno, ciervos, zorros, caballos, llamas, visones, cerdos, conejos, perros mapaches (Nyctereutes procyonoides), búfalo de agua (Bubalus bubalis), yaks (Bos grunniens), aves acuáticas de Polonia, serpientes, tortugas marinas verdes y ranas.

Se ha aislado Chlamydia avium en palomas silvestres y aves psitácidas en Europa y en coinfecciones de palomas silvestres con C psittaci. También se ha encontrado C avium en palomas picazuró (Patagioenas picazuro) en un aviario en los Países Bajos. No se han investigado las vías de transmisión de esta especie. Son posibles el contacto directo con animales y tejidos infectados, la inhalación de microorganismos aerosolizados a partir de heces secas o secreciones respiratorias y otras vías de exposición. Se desconoce el potencial de infección zoonótica de los humanos.

Se han detectado cepas de Chlamydia buteonis en rapaces en Europa y América del Norte. El agente se ha encontrado en el tejido de la conjuntiva y la cloaca. No se han investigado las vías de transmisión de esta especie. Son posibles el contacto directo con animales y tejidos infectados, la inhalación de microorganismos aerosolizados a partir de heces secas o secreciones respiratorias y otras vías de exposición. Se desconoce el potencial de infección zoonótica de los humanos.

Chlamydia caviae se encuentra principalmente en cobayas y causa infecciones oculares y urogenitales. También se ha detectado en conejos, caballos, gatos, perros y serpientes del maíz (Pantherophis guttatus). Los ácidos nucleicos fueron aislados en los ojos de una persona que tenía cobayas infectadas por Chlamydia caviae. La secreción ocular serosa leve fue el único signo que podría haberse atribuido a algo más que a C caviae. No se han investigado las vías de transmisión. Son posibles el contacto directo con animales y tejidos infectados, la inhalación de microorganismos aerosolizados a partir de heces secas o secreciones respiratorias y otras vías de exposición.

Chlamydia felis se asocia con gatos callejeros y domésticos. También se ha descrito en humanos, perros e iguanas (Iguana iguana), y se sospecha que causa signos clínicos de clamidiosis en perros. En los gatos, se suele asociar con conjuntivitis y rinitis agudas o crónicas, y bronconeumonía. Se ha encontrado que la transmisión natural de C felis se produce principalmente por asociación estrecha con gatos infectados, microorganismos aerosolizados y fómites. C felis adquirida de gatos puede causar queratoconjuntivitis en humanos. El microorganismo es lábil fuera del hospedador.

Se ha descrito Chlamydia gallinacea en cuatro países europeos, así como en Estados Unidos, Argentina, Australia y China. Se encuentra principalmente en pollos de producción y de traspatio, gallinas de Guinea, pavos y patos, algunos de los cuales están afectados de forma subclínica. También se ha aislado en becadas (Scolopax rusticola) en Corea del Sur, ganado lechero en China y una cacatúa galah (Eolophus roseicapilla) en Australia. Los estudios indican que la prevalencia de C gallinacea puede ser mayor que la de C psittaci en algunas aves de producción. Los trabajadores de mataderos en Francia que estuvieron expuestos a pollos infectados por C gallinacea desarrollaron neumonía atípica, lo que sugiere un riesgo zoonótico potencial.

Chlamydia muridarum se encuentra en ratones y otros roedores, y se ha aislado en pollos, patos y gansos en China y en una cascabel verde mexicana (Crotalus basiliscus) en Europa. C muridarum se usa principalmente en modelos de ratón en estudios de infecciones genitales femeninas humanas. No se ha documentado la transmisión entre animales y humanos.

Chlamydia pecorum está asociada con la enfermedad en ovejas, cabras, zorros, vacas, búfalos de agua, caballos, cerdos y rebecos alpinos (Rupicapra rupicapra). La infección por C pecorum tiene una alta prevalencia en koalas (Phascolarctos cinereus). También se ha encontrado en muchos otros animales silvestres australianos, como el petauro gigante (Petauroides volans), la zarigüeya de cola de cepillo de montaña (Trichosurus cunninghami), la zarigüeya común (Trichosurus vulpecula), la ardilla planeadora (Petaurus norfolcensis), el quol tigre (Dasyurus maculatus) y el tejón marsupial rayado (Perameles bouganville). Las vías comunes de transmisión son el contacto directo y el alimento y el agua contaminados. Esta especie se identificó en infecciones oculares en un pequeño porcentaje de pacientes humanos con C trachomatis en una región endémica de tracoma de Nepal. Se desconoce la importancia clínica de estos hallazgos. La vía de transmisión no se determinó, pero es compatible con el contacto directo con animales domésticos potencialmente infectados. La transmisión madre-descendencia es una vía de transmisión importante entre los koalas.

Chlamydia pneumoniae es un patógeno respiratorio frecuente en humanos. Esta especie se ha detectado en caballos, ganado vacuno, gatos, perros, rumiantes silvestres y cérvidos, koalas, bandicuts y potoroos, así como en reptiles y anfibios. La evidencia genómica y filogenética sugiere que los humanos fueron originalmente infectados por un aislado animal de C pneumoniae. Los humanos son el hospedador natural de esta especie, que está muy extendida en las poblaciones humanas y causa una enfermedad respiratoria aguda con transmisión de persona a persona por aerosoles. No se ha documentado la transmisión entre animales y humanos.

Se ha aislado Chlamydia poikilotherma de una serpiente del maíz (Pantherophis guttatus) en cautividad en Europa. El agente se recuperó de hisopos coanales y cloacales. No se han investigado las vías de transmisión de esta especie. Son posibles el contacto directo con animales y tejidos infectados, la inhalación de microorganismos aerosolizados a partir de heces secas o secreciones respiratorias y otras vías de exposición. Se desconoce el potencial de infección zoonótica de los humanos.

C psittaci se asocia con más de 465 especies de aves domésticas, de compañía y silvestres. También se ha encontrado en especies de mamíferos como el ganado vacuno, los cerdos, los caballos, los pequeños rumiantes y los roedores, y es un patógeno bien conocido en los reptiles. Los casos de psitacosis humana están más asociados con los que se producen con aves de compañía, trabajadores avícolas, veterinarios, propietarios de aves de compañía y jardineros en zonas donde C psittaci es epizoótica en la población de aves nativas. Un estudio retrospectivo de cinco años de la Universidad de Georgia sobre enfermedades aviares incluyó 153 especies de aves en cautividad. El mayor porcentaje de infecciones bacterianas se debió a C psittaci, y las infecciones se describieron con mayor frecuencia en Psittaciformes pero también se encontraron en Passeriformes, Galliformes, Columbiformes y Anseriformes. La infección por en las aves puede ser sistémica e incluso mortal; sin embargo, las psitácidas de avanzada eddad y las aves de producción pueden eliminar los microorganismos durante algún tiempo, pero no muestran signos clínicos. Las aves son el principal reservorio zoonótico de esta especie. Las infecciones humanas se suelen producir por la inhalación de microorganismos en aerosol a partir de heces secas o secreciones respiratorias de aves infectadas. Las infecciones por psitacosis humana se han producido en ausencia de exposición directa a las aves, y los estudios epidemiológicos las asocian a la aerosolización de partículas infecciosas diseminadas por las aves al cortar el césped.

La transmisión de cepas de C psittaci de origen aviar a personas pueden dar lugar a una neumonía atípica o incluso a una enfermedad aguda de carácter mortal. También hay evidencia limitada de transmisión de persona a persona. Los casos de psitacosis zoonótica se encuentran principalmente en personas como los criadores de aves, los trabajadores avícolas y los veterinarios, cuyo trabajo los pone en contacto con especies aviares. Se han asociado cinco casos de psitacosis en estudiantes y personal de veterinaria en Nueva Gales del Sur, Australia, con la exposición directa a las membranas fetales equinas infectadas de una yegua. Los caballos parecen ser solo hospedadores ocasionales de C psittaci, que puede causar enfermedad respiratoria y aborto fetal.

Se ha recuperado Chlamydia serpentis de hisopos coanales y cloacales en serpientes pertenecientes a las familias Colubridae y Viperidae y se ha aislado de serpientes del maíz en cautividad afectadas de manera subclínica (Pantherophis guttatus) y de una víbora africana (Atheris squamigera). Se desconocen la vía natural de transmisión y los reservorios potenciales. No se han investigado las vías de transmisión de esta especie. Son posibles el contacto directo con animales y tejidos infectados, la inhalación de microorganismos aerosolizados a partir de heces secas o secreciones respiratorias y otras vías de exposición. Se desconoce el potencial de infección zoonótica de los humanos.

Las infecciones por Chlamydia suis son endémicas en los cerdos domésticos de todo el mundo y pueden provocar conjuntivitis, neumonía, enteritis y fallo reproductivo. También se han descrito en humanos, ganado vacuno, ovejas, caballos, gatos, aves de producción (pollos, patos y gansos en grupos aislados en China) y ranas. Esta especie se encontró en un caso de neumonía adquirida en la comunidad en Alemania. También se han detectado ácidos nucleicos de C suis en los ojos de personas con inflamación ocular tracomatosa en Nepal, así como en muestras de vías respiratorias superiores, oculares y heces de ganaderos belgas asintomáticos que trabajan con cerdos. Además, se aisló C suis en muestras de cerdos, el aire, superficies de contacto y frotis oculares de empleados asintomáticos en un matadero de cerdos Blanco Belga. Se necesitan estudios adicionales para comprender las vías de transmisión y la importancia clínica de C suis en humanos.

Chlamydia trachomatis se da casi exclusivamente en humanos y causa diversas enfermedades, como tracoma, infección urogenital y linfogranuloma venéreo. Los humanos son el hospedador natural de esta especie y es la infección bacteriana de transmisión sexual más común en todo el mundo, lo que provoca una morbilidad y unos costes económicos sustanciales. Se ha encontrado en los órganos reproductores de cerdos reproductores sacrificados y también se ha aislado en cerdos, palomas y fochas euroasiáticas silvestres (Fulica atra).

La clamidiosis carece de un cuadro clínico típico. Las infecciones afectan a múltiples órganos y pueden generar diversas manifestaciones clínicas, que van desde inflamación aguda a crónica y de enfermedad grave a leve. Los microorganismos pueden ser indetectables durante algún tiempo. Los hallazgos clínicos comunes incluyen artritis o poliartritis, blefaritis, bronconeumonía, conjuntivitis, enteritis, pericarditis y rinitis, así como enfermedades del aparato reproductor como endometritis, metritis, orquitis, epididimitis, uretritis, abortos, mortinatos e infertilidad o bajo rendimiento reproductivo.

Las infecciones mixtas son frecuentes en rebaños e incluso en animales individuales. Los cuadros clínicos de clamidiosis bovina, ovina y porcina son muy variables, aunque la mayoría de las infecciones permanecen clínicamente inaparentes. En muchos casos, estas infecciones se manifiestan clínicamente cuando coinciden factores de riesgo adicionales. Las infecciones por clamidias clínicamente inaparentes son probablemente más importantes desde el punto de vista económico que los brotes infrecuentes de la enfermedad grave por clamidia porque pueden disminuir la productividad animal y reducir las tasas de natalidad.

C abortus es la especie responsable del aborto enzoótico de las ovejas (AEO; también conocido como aborto enzoótico ovino), la causa infecciosa más importante de aborto ovino en el Reino Unido y el norte de Europa. Los corderos nacidos de ovejas infectadas por C abortus pueden desarrollar neumonía aguda; se vuelven febriles, letárgicos y disneicos y desarrollan secreción nasal.

C abortus se ha identificado como un agente causal de la obstrucción recurrente de las vías respiratorias en equinos. En la infección aguda, los signos clínicos incluyen fiebre y letargo. Los trastornos respiratorios pueden afectar a las vías respiratorias superiores así como a las inferiores y dar lugar a neumonía. La bronconeumonía puede acompañarse de abortos en las yeguas, poliartritis en los potros, hepatitis y casos mortales de encefalomielitis. No se ha determinado la relación entre la infección por C abortus y los trastornos reproductivos en zorros y perros mapaches.

Se han encontrado infecciones por C avium en aves psitácidas y palomas que eran clínicamente normales o tenían signos clínicos respiratorios o enteritis. Aunque solo algunos datos limitados relacionan esta especie con la enfermedad respiratoria en loros y palomas, otras dos especies, C gallinacea y C avium, se han encontrado simultáneamente con C psittaci en el mismo lote e incluso en la misma ave.

Se ha demostrado que C buteonis causa conjuntivitis y enfermedad respiratoria. Puede seguir una enfermedad sistémica en las aves e incluso la muerte.

En cobayas, los hallazgos clínicos de la infección por C caviae pueden variar desde subclínicos a las manifestaciones clínicas comunes de conjuntivitis folicular, queratitis, rinitis, secreción nasal, enfermedad del tracto respiratorio inferior, secreción vaginal y aborto. En los conejos, C caviae puede causar una secreción seromucosa leve y conjuntivitis. Un gato con C caviae no presentaba signos clínicos.

En los gatos, las infecciones por C felis dan lugar a rinitis, conjuntivitis o bronconeumonía, y los gatos seropositivos pueden estar afectados subclínicamente. Aunque se ha encontrado C felis en perros, la importancia clínica se desconoce porque muchos perros son clínicamente normales.

Se ha aislado C gallinacea de aves de producción, gallinas de Guinea, pavos y patos clínicamente afectados. Los pollos infectados experimentalmente parecen clínicamente normales, pero pierden peso corporal. Se detectó ganado vacuno lechero y de carne clínicamente normal con C psittaci y C gallinacea a partir de muestras de sangre completa, leche, heces y frotis vaginales.

En ratones, C muridarum puede causar una infección aguda grave caracterizada por pelo erizado, postura encorvada y dificultad respiratoria debida a neumonitis intersticial y muerte en 24 horas. Los ratones pueden desarrollar emaciación progresiva y cianosis de las orejas y la cola con infecciones crónicas.

C pecorum penetra en el tracto gastrointestinal y migra a las articulaciones y membranas sinoviales, así como a la conjuntiva. Los corderos y terneros suelen desarrollar poliartritis y queratoconjuntivitis debidas a C pecorum. Las ovejas y el ganado vacuno de carne adultos se ven afectados principalmente de forma subclínica con la muda. En animales maduros, la infección por C pecorum puede manifestarse clínicamente como conjuntivitis, encefalomielitis, queratoconjuntivitis, mastitis, metritis, poliartritis y neumonía.

C pecorum puede estar presente de forma subclínica en marsupiales australianos infectados, ciervos, íbices alpinos (Capra ibex), palomas silvestres, aves de compañía y pollos. También puede transportarse en el tracto intestinal en rumiantes clínicamente normales y otras especies. Los signos clínicos de clamidiosis en los koalas se manifiestan como enfermedad ocular y urogenital, así como rinitis, neumonía y artritis que afectan a una o más articulaciones.

C pneumoniae es el agente etiológico más frecuentemente descrito en reptiles. En la mayoría de los mamíferos, las infecciones con esta especie parecen ser subclínicas, descubiertas como una infección simultánea o un hallazgo accidental. Las infecciones en los anfibios varían desde un edema subclínico hasta un edema generalizado con ulceración epidérmica, con altas tasas de mortalidad. En los reptiles se han observado signos clínicos relacionados con la enfermedad cardiaca junto con signos generalizados de letargo, anorexia, incapacidad para digerir y enfermedad respiratoria.

C pneumoniae se ha aislado en koalas con rinitis y neumonía, aunque no se ha demostrado una relación causal directa y la mayoría de los koalas parecen estar afectados de manera subclínica. En ratas de laboratorio, las coinfecciones por C pneumoniae y Mycoplasma pulmonis han causado signos clínicos relacionados con enfermedades respiratorias.

La especie de serpiente de la que se aisló C poikilotherma estaba subclínicamente afectada.

Los signos clínicos de clamidiosis aviar debidos a C psittaci pueden ser sutiles e inespecíficos e incluir anorexia, conjuntivitis, pericarditis fibrinosa, letargo, secreción ocular o nasal, plumaje embolado y otros signos clínicos de enfermedad de las vías respiratorias superiores, diarrea y signos de enfermedad hepática como la excreción de uratos de color verde a amarillo verdoso. Los signos clínicos en perros pueden manifestarse como bronconeumonía, incluyendo fiebre, tos seca, queratoconjuntivitis, vómitos, diarrea e incluso signos neurológicos. Los signos clínicos de clamidiosis en caballos están asociados con enfermedad respiratoria y pueden causar una placentitis leve, difusa e intersticial en yeguas y potros débiles, así como aborto equino.

Las serpientes que resultaron ser portadoras de C serpentis estaban afectadas de forma subclínica; sin embargo, se ha sugerido un papel patógeno facultativo.

C suis se suele asociar con cerdos con infecciones subclínicas endémicas. Cuando los signos clínicos de la enfermedad son evidentes, se presentan como conjuntivitis, infecciones respiratorias, trastornos reproductivos y enteritis. En explotaciones porcinas, C suis domina, pero C abortus, C pecorum, C psittaci y C trachomatis se han encontrado junto con C suis.

Los cerdos gnotobióticos infectados por C trachomatis muestran signos clínicos que van desde disnea leve a grave después de la inoculación nasal e intralaríngea. C trachomatis también se ha demostrado que causa diarrea en cerdos gnotobióticos.

• Recogida de muestras.

• Pruebas de laboratorio

La clamidiosis afecta a muchos hospedadores y tejidos diferentes, lo que complica el diagnóstico. La confirmación de la infección por clamidia exige la recogida de muestras apropiadas junto con la detección directa del microorganismo mediante pruebas diagnósticas adecuadas. In vivo, son útiles los hisopos (nasal, ocular, rectal, vaginal, coanal o cloacal), el lavado traqueal o el lavado broncoalveolar y las biopsias. Debido a que las infecciones por clamidias surgen en numerosos hospedadores animales con diferentes cuadros clínicos y a menudo se diagnostican con otros agentes infecciosos, solo la evaluación clínica y las pruebas de laboratorio pueden confirmar la especie de Chlamydia implicada.

Las clamidias necesitan metabolitos del hospedador para sobrevivir y no crecen en placas de agar; dependen del cultivo celular o de huevos de gallina embrionados para su crecimiento y aislamiento.

La detección de antígenos en muestras de tejido puede confirmar la presencia de clamidias; sin embargo, no se pueden identificar las especies individuales de clamidias o el serotipo y el genotipo. Un antígeno insuficiente o una eliminación intermitente pueden producir falsos negativos.

La fijación directa del complemento es más sensible que la prueba de aglutinación y puede producir falsos negativos. Incluso después del tratamiento, los títulos altos pueden complicar la interpretación de las pruebas posteriores.

Las tinciones de Maquiavelo modificada, Giménez modificada, Giemsa, Castañeda y Ziehl-Neelsen modificada son preferibles para identificar clamidias en frotis directos.

Las inmunoglobulinas M alcanzan los títulos más altos al comienzo de una infección y se detectan preferiblemente mediante pruebas elementales de aglutinación corporal. Los títulos pueden permanecer altos incluso después del tratamiento; un título de 10:1 o superior indica un resultado seropositivo.

Los anticuerpos monoclonales o policlonales, la tinción con fluoresceína y la microscopía fluorescente son los métodos preferidos para detectar el microorganismo en las muestras. Dado que reaccionan de forma cruzada con epítopos no clamidiales, los anticuerpos comerciales utilizados para la tinción de anticuerpos fluorescentes no son diagnósticos.

Las pruebas de amplificación de ácidos nucleicos se consideran actualmente el método de primera elección para el diagnóstico de infecciones por clamidia. La amplificación del ADN mediante prueba de PCR puede ser sensible y específica para las secuencias de ADN diana, aunque los resultados individuales pueden variar, dada la falta de cebadores de PCR estandarizados y técnicas de laboratorio. Los métodos que utilizan la prueba de PCR también pueden detectar ADN de clamidias en muestras de tejido fijadas con formol. Sin embargo, dado que la prueba de PCR no diferencia entre microorganismos viables y no viables, los resultados deben interpretarse con cuidado.

Los anticuerpos secundarios policlonales se usan para detectar anticuerpos del hospedador y pueden variar en sensibilidad y especificidad en función de su inmunorreactividad a diferentes especies. La reactividad inespecífica puede producir títulos bajos.

Las pruebas serológicas pueden demostrar que un animal fue infectado por una especie de clamidias, pero pueden no indicar una infección activa. Los resultados falsos negativos en animales con infección aguda también pueden ser el resultado de la recogida de muestras antes de la seroconversión.

No todas las aves infectadas eliminarán cantidades detectables de C psittaci en las heces, según la fase de la infección y el tejido afectado. Si se eligen las heces para la prueba, se deben agrupar muestras de 3-5 días. Si las aves muestran signos clínicos de clamidiosis, se debe utilizar una muestra combinada de hisopo conjuntival, coanal y cloacal o una muestra de biopsia hepática para la prueba. Para detectar el ácido nucleico en aves subclínicamente infectadas, los hisopos de tejidos conjuntivales y coanales pueden ser más sensibles.

• Varía según la especie.

• Doxiciclina para aves

• Vacunación limitada

El tratamiento de la clamidiosis varía entre especies. En Australia se administra oxitetraciclina de acción prolongada (300 mg/mL) para el tratamiento de la enfermedad en corderos con poliartritis y conjuntivitis por C pecorum, a una dosis de 30 mg/kg (1 mL/10 kg) para una duración prolongada de la actividad (5-6 días) o según las indicaciones del veterinario que los trata. Entre las especies de clamidias, solo C suis ha adquirido de forma natural genes que codifican la resistencia a la tetraciclina en explotaciones de cerdos de cebo. A pesar de la evidencia de resistencia a la tetraciclina, el tratamiento de la clamidiosis en los cerdos todavía se limita a las tetraciclinas.

C serpentis y C poiquilotermia parecen ser sensibles a la tetraciclina y al moxifloxacino, pero tienen una sensibilidad intermedia o son resistentes a la azitromicina.

Un número limitado de antimicrobianos, como las tetraciclinas, los macrólidos (p. ej., la eritromicina y la azitromicina) y las fluoroquinolonas, han demostrado una buena eficacia frente a las clamidias. El cloranfenicol se ha utilizado con éxito para el tratamiento de koalas. En general, el tratamiento antimicrobiano se continúa durante varias semanas después de la resolución clínica.

Para las aves con clamidiosis aviar, la doxiciclina se absorbe mejor y se elimina más lentamente que otras tetraciclinas (consulte la tabla para obtener la dosificación). Se debe monitorizar a las aves para detectar intoxicaciones. Aunque no se ha establecido la duración del tratamiento para la clamidiosis aviar, el estándar para la mayoría de las especies ha sido históricamente de 45 días. Treinta días de tratamiento pueden ser eficaces en los periquitos.

Para las aves que regurgitan o no toleran el fármaco, se pueden utilizar otros métodos de administración.

Los periquitos y las ninfas pueden tratarse con alimentos medicados con doxiciclina de acuerdo con el siguiente protocolo de tratamiento:

1. Mezclar avena picada con semillas de mijo descascarado (proporción de 1:3 por volumen).

2. Añadir 5-6 mL de aceite de girasol a cada kg de mezcla de avena y mijo y mezclar bien.

3. Añadir 300 mg de hiclato de doxiciclina (de las cápsulas) por kg de mezcla de avena, mijo y aceite y mezclar para cubrir.

La medicación para aves infectadas también se puede añadir al agua en las siguientes proporciones para mantener las concentraciones terapéuticas:

• Ninfas: hiclato de doxiciclina a 200-400 mg/L.

• Cacatúas de Goffin: 400-600 mg/L.

• Loros grises africanos: 800 mg/L

• Otras especies de psitácidas: 400 mg/L.

Los periquitos no mantienen las concentraciones terapéuticas cuando se les proporciona agua medicada.

La doxiciclina puede administrarse por vía parenteral a dosis de 75-100 mg/kg, IM, cada 5-7 días durante las primeras 4 semanas y posteriormente cada 5 días durante el tratamiento. A veces se desarrolla irritación en el punto de inyección; sin embargo, la inyección se suele tolerar.

El intento de desarrollar una vacuna eficaz frente a clamidias se ha prolongado durante más de 70 años. Ha habido muchos avances en las técnicas y el conocimiento de las especies diana; sin embargo, hasta la fecha no se ha establecido un único tipo de antígeno o diana, adyuvante o vía de administración como un claro ejemplo de vacunación eficaz. Sin embargo, la vacunación terapéutica puede proporcionar actualmente importantes beneficios sanitarios y económicos en algunos casos.

Para prevenir el aborto en pequeños rumiantes, están disponibles vacunas vivas de C abortus. Sin embargo, hay evidencia de que la cepa de la vacuna viva frente a C abortus 1B no está atenuada y tiene potencial de causar enfermedad.

Hay vacunas frente a C felis disponibles para gatos domésticos. Se ha demostrado que esta vacuna disminuye la gravedad y la incidencia de los signos clínicos, pero no es completamente protectora. Se considera una vacuna no esencial y puede considerarse potencialmente parte de un régimen de control para gatos en entornos con múltiples gatos donde se han confirmado infecciones asociadas con signos clínicos de clamidiosis.

Existe evidencia de pruebas exitosas de vacunas que usan tanto formulaciones de vacunas recombinantes como de péptidos frente a C pecorum en koalas silvestres y en cautividad. La vacuna parece ser segura para su uso tanto en koalas sanos como infectados.

• La clamidiosis en animales varía desde infecciones subclínicas hasta infecciones potencialmente mortales.

• Se han identificado varias especies nuevas, junto con la expansión de las áreas de distribución de especies existentes.

• Se ha demostrado que muchas especies de clamidias atraviesan las barreras tradicionales del hospedador y varias causan enfermedades zoonóticas.

• Los cambios inflamatorios dependen de la especie particular y del hospedador y los tejidos infectados.

• La mayoría del tratamiento se basa en tetraciclinas, macrólidos y fluoroquinolonas.

• La confirmación de la infección por clamidia requiere muestras clínicas apropiadas y la detección directa del microorganismo mediante el uso de una prueba diagnóstica adecuada.

1. Balsamo G, Maxted AM, Midla JW, et al. Compendium of measures to control Chlamydia psittaci infection among humans (psittacosis) and pet birds (avian chlamydiosis). J Avian Med Surg. 2017;31(3):262-282. https://doi.org/10.1647/217-265

2. 16S rRNA gene-based phylogenetic tree depicting evolutionary relationships of Chlamydiales. Science Direct. Acceso el 10 de enero de 2023. https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2052297517300343#fig1